Идентификация бактерий по фер­ментативной активности

Наиболее ча­сто определяют ферменты класса гидролаз и оксидоредуктаз, используя специальные методы и среды.

Для определения протеолитической активности мик­роорганизмы засевают в столбик желатина уколом. Че­рез 3—5 дней посевы просматривают и отмечают харак­тер разжижения желатина. При разложении белка некоторыми бактериями могут выделяться специфические продукты — индол, сероводород, аммиак. Для их опреде­ления служат специальные индикаторные бумажки, ко­торые помещают между горлышком и ватной пробкой в пробирку с МПБ или (и) пептонной водой, засеянными изучаемыми микроорганизмами. Индол (продукт разло­жения триптофана) окрашивает в розовый цвет полоску бумаги, пропитанной насыщенным раствором щавелевой кислоты. Бумага, пропитанная раствором ацетата свинца, в присутствии сероводорода чернеет. Для определения аммиака используют красную лакмусовую бумажку.

Для многих микроорганизмов таксономическим при­знаком служит способность разлагать определенные углеводы с образованием кислот и газообразных продук­тов. Для выявления этого используют среды Гисса, со­держащие различные углеводы (глюкозу, сахарозу, маль­тозу, лактозу и др.). Для обнаружения кислот в среду добавлен реактив Андреде, который изменяет свой цвет от бледно-желтого до красного в интервале рН 7,2—6,5, поэтому набор сред Гисса с ростом микроорганизмов называют «пестрым рядом».

Для обнаружения газообра­зования в жидкие среды опускают поплавки или исполь­зуют полужидкие среды с 0,5% агара.

Для того чтобы оп­ределить интенсивное кислотообразование, характерное для брожения смешанного типа, в среду с 1% глюкозы и 0,5% пептона (среда Кларка) добавляют индикатор метиловый красный, который имеет желтый цвет при рН 4,5 и выше, и красный —при более низких значениях рН.

Гидролиз мочевины определяют по выделению ам­миака (лакмусовая бумажка) и подщелачиванию среды.

При идентификации многих микроорганизмов исполь­зуют реакцию Фогеса — Проскауэра на ацетоин — проме­жуточное соединение при образовании бутандиола из пировиноградной кислоты. Положительная реакция свиде­тельствует о наличии бутандиолового брожения.

Обнаружить каталазу можно по пузырькам кислорода, которые начинают выделяться сразу же после смешива­ния микробных клеток с 1 % раствором перекиси водоро­да.

Для определения цитохромоксидазы применяют ре­активы: 1) 1% спиртовый раствор сс-нафтола-1; 2) 1% водный раствор N-диметил-р-фенилендиамина дигидро-хлорида. О наличии цитохромоксидазы судят по синему окрашиванию, появ­ляющемуся через 2—5 мин.

Для определения нитритов используют реак­тив Грисса: По­явление красного окрашивания свидетельствует о нали­чии нитритов.

 

Дифференциально-диагностические среды — специальные смеси питательных веществ, применяемые для определения видовой принадлежности микробов и изучения их свойств. При росте бактерий на дифференциально-диагностических средах протекают химические процессы, обусловленные наличием у микробной клетки различных ферментов. Одни из них способны расщеплять белки, другие —углеводы, третьи — вызывать реакции окисления и восстановления и т. д. Благодаря действию ферментов в дифференциально-диагностической среде происходят соответствующие изменения.
Дифференциально-диагностические среды можно разделить на четыре основные группы.

 

1. Среды, содержащие белок и выявляющие способность микробов расщеплять белки (протеолитические Свойства): мясо-пептонная желатина «столбиком», свернутая лошадиная или бычья сыворотка, молоко, кровяной агар. При посеве бактерий проколом в мясо-пептонную желатину, «столбиком» в случае расщепления белка наблюдают разжижение среды. При посеве на среду со свернутой сывороткой расщепление белка определяют по разжижению среды и образованию углублений на ее поверхности. Расщепление микробом молока выявляется просветлением или растворением первоначально свернувшегося молока. Наличие гемолитической активности исследуемой культуры проверяют посевом ее в чашку Петри на специальный кровяной агар. В результате разрушения эритроцитов вокруг колоний (например, гемолитического стрептококка или стафилококка) образуются зоны просветления.
2. Среды для выявления способности микробов расщеплять углеводы и высокоатомные спирты (Эндо среда, Левина среда, Расселла среда, Дригальского — Конради среда, Рапопорт — Вайнтрауба среда, Шустовой среда). Для выявления этих свойств микроорганизмов применяют также «пестрый» ряд, т. е. серию пробирок, содержащих питательные среды, включающие различные углеводы, многоатомные спирты и индикатор. В качестве индикаторов пользуются лакмусовой настойкой или бромтимоловым синим. Разложение какого-либо из углеводов с образованием кислоты выявляют по изменению цвета индикатора, образование газа— по заполнению газом и всплыванию специального стеклянного поплавка в жидкой среде. Или применяют полужидкие Гисса среды (см.) с 0,5% агара с соответствующими сахарами и индикатором Андраде. После посева микроба на эти среды образование кислоты выявляют покраснением среды, а образование газа — по появлению его пузырьков в агаре или по разрыву и сдвигу вверх агарового столбика. К дифференциально-диагностическим средам второй группы относят также крахмальный агар, служащий для определения способности микробов расщеплять крахмал, среду Кларка и др.
3. Среды, на которых выявляется способность микробов обесцвечивать красители, добавленные к бульону: метиленовый синий, тионин, лакмус, индигокармин, нейтральный красный или другие (среда Ротбергера, среда Омелянского). К третьей группе относят также среды с нитратами, служащие для определения способности микробов восстанавливать соли азотной кислоты (нитраты) в соли азотистой кислоты (нитриты) и далее в аммиак или свободный азот.
4. Среды, выявляющие способность микробов усваивать вещества, которые не усваиваются другими микробами, например среда с лимоннокислым натрием (цитратный агар Симонса) для отличия кишечной палочки, которая лишена способности ассимилировать эту среду, от других бактерий кишечной группы или среда с олеиновокислым натрием для дифференциации дифтерийной палочки от ложно дифтерийной и дифтероидов (агар Энжеринга).
К дифференциально-диагностическим средам относят также среды для дифференциации анаэробов, теллуритовые среды для дифференциации дифтерийных бактерий, среды с мочевиной, щелочные среды (Дьедонне агар) для культивирования холерного вибриона и др. См. также Идентификация микробов.

 

 

13. Механизмы действия физических факторов на микроорганизмы (температура, давление, высушивание, свет, ультразвук, радиация).

 

К числу основных физических факторов, воздействующих на микроорганизмы как в естественной среде обитания, так и в условиях лаборатории, относят температуру, свет, электричество, высушивание, различные виды излучения, осмотическое давление и др.

Температура. О влиянии температуры на микроорганизмы судят по их способности расти и размножаться в определенных температурных границах. Для каждого вида микроорганизмов определена оптимальная температура развития. В зависимости от пределов этой температуры бактерии разделены на три физиологические группы:

· Психрофильные микроорганизмы (психрофилы) – способны расти и размножаться от 0⁰С до 30…35⁰С, а температурный оптимум составляет 15…20⁰С. Среди представителей этой группы обитатели северных морей, почвы, сточных вод.

· Мезофильные бактерии – способны расти и размножаться при температуре от 10⁰С до 40…45⁰С, температурный оптимум – 30…37⁰С. Наиболее обширная группа микроорганизмов, в нее включают большинство сапрофитов и все патогенные микроорганизмы.

· Термофильные бактерии – способны расти и размножаться в температурных границах от 35⁰С до 70…75⁰С, температурный оптимум – 50…60⁰С. Микроорганизмы этой группы довольно часто встречаются в природе: почве, воде, теплых минеральных источниках, пищеварительном тракте животных и человека

· Экстремально-термофильные бактерии – способны существовать при температурах от 40 до 93⁰С и выше. Возможность существования при высоких температурах обусловлена особым составом липидных компонентов клеточных мембран, высокой термостабильностью белков, ферментов и клеточных структур.

Высокие и низкие температуры по-разному влияют на микроорганизмы. При низких температурах клетка переходит в состояние анабиоза, в котором она может существовать длительное время. Так, эшерихии сохраняют жизнеспособность при -190⁰С до 4 месяцев, возбудитель листериоза при -10⁰С до 3 лет. Низкие температуры приостанавливают гнилостные и бродильные процессы. На этом принципе основано сохранение продуктов в холодильниках.

Высокая температура губительно действует на микробы. Чем выше температура, тем меньшее время необходимо для инактивации микроорганизмов. В основе бактерицидного действия высоких температур лежит разрушение ферментов за счет денатурации белков и нарушения осмотического барьера.

Разные виды микроорганизмов обладают различной устойчивостью к высоким температурам, значительно отличается устойчивость спор и вегетативных клеток. Так большинство вегетативных форм патогенных микроорганизмов гибнут при температуре 80…100⁰С в течение 1 минуты, а споры возбудителя сибирской язвы выдерживают кипячение более 1 часа.

Действие видимого излучения (света).

Видимый (рассеянный свет), имеющий длину волны 300…1000 нм, обладает способность угнетать рост и жизнедеятельность большинства микроорганизмов. В связи с этим культивирование микроорганизмов осуществляют в темноте. Видимый свет положительно влияет только на бактерии, которые используют свет для фотосинтеза.

Прямые солнечные лучи действуют на микроорганизмы более активно, чем рассеянный свет. Бактерицидное действие света связано с образованием гидроксильных радикалов и других высокореактивных веществ, разрушающих вещества, входящие в состав клетки. Например, происходит инактивация ферментов.

Микроорганизмы-сапрофиты более устойчивы к воздействию света, чем патогенные. Это объясняется тем, что они, чаще подвергаясь действию прямых солнечных лучей, более адаптированы к ним. В связи с этим следует отметить большую гигиеническую роль солнечного света. Именно под воздействием солнечного излучения происходит самоочищение воздуха, верхних слоев почвы и воды.

Ультрафиолетовое излучение.

Ультрафиолетовое излучение с длиной волны 295…200 нм является бактерицидно активным, то есть способным губительно действовать на микроорганизмы. Механизм действия ультрафиолетового излучения заключается в его способности частично или полностью подавлять репликацию ДНК и повреждать рибонуклеиновые кислоты (особенно мРНК).

Ультрафиолетовое излучение широко применяют для санации воздуха в животноводческих помещениях, в лабораториях, в промышленных цехах, микробиологических боксах. Для дезинфекции воздуха промышленность выпускает различные лампы. В животноводческой практике широко применяют установки ИКУФ-1, как источник ультрафиолетового и инфракрасного излучения.

Ионизирующее излучение.

Ионизирующее (рентгеновское) излучение представляет собой электромагнитное излучение с длиной волны 0,006…10нм. В зависимости от длины волны различают гамма-излучение, бета-излучение и альфа-излучение. Наиболее активным действие на биологические объекты отличается гамма-излучение, но даже его бактерицидные свойства значительно ниже, чем бактерицидные свойства ультрафиолетового излучения. Гибель бактерий наступает только при облучении их большими дозами от 45000 до 280000 рентген. Отдельные виды способны выживать в воде атомных реакторов, где величина радиоактивного облучения достигает 2…3 млн. рентген. Более того, получены данные, что воздействие небольших доз гамма-излучения на патогенные микроорганизмы, способны усилить их вирулентные свойства.

Механизм действия рентгеновского излучения заключается в поражении ядерных структур, в частности нуклеиновых кислот цитоплазмы, что приводит к гибели микробной клетки или изменению ее генетических свойств (мутации).

Электричество.

Электрический ток малой и высокой частоты уничтожает микроорганизмы. Особенно сильным бактерицидным действием обладают токи ультравысокой частоты. Они приводят в колебание молекулы всех элементов клетки, вследствие чего происходит быстрое и равномерное нагревание всей массы клетки не зависимо от температуры окружающей среды. Кроме того, установлено, что длительное воздействие токов высокой частоты приводит к электрофорезу некоторых компонентов питательной среды. Образующиеся при этом соединения инактивируют микробную клетку.

Ультразвук.

Механизм бактерицидного действия ультразвука (волны с частотой 20 000 Гц) заключается в том, что в цитоплазме микроорганизмов, находящихся в жидкой среде, образуется кавитационная полость, которая заполняется парами жидкости, в пузырьке возникает давление, что приводит к дезинтеграции цитоплазматических структур. Ультразвук используют для стерилизации пищевых продуктов и дезинфекции предметов.

Аэроионизация.

Аэроионы, несущие положительный или отрицательный заряд, возникают в воздухе при искусственной или естественной ионизации. Наибольшее влияние на бактерии оказывают отрицательно заряженные ионы, действуя уже в средних концентрациях (5*10⁴ в 1 см³ воздуха). Положительно заряженные ионы обладают менее выраженным бактерицидным действием, они способны задерживать рост и развитие микроорганизмов только в больших концентрациях (10⁶ в 1 см³ воздуха). Сила действия аэроионов зависит от их концентрации, длительности экспозиции и расстояния от источника. Используют аэроионы для обеззараживания воздуха жилых помещений, цехов предприятий, медицинских учреждений.

Почти все факторы физического воздействия на микроорганизмы могут быть использованы с целью стерилизации. Стерилизация – уничтожение патогенных и непатогенных микроорганизмов, их вегетативных и споровых форм в каком-либо объекте. Стерилизации подвергают питательные среды, стеклянную посуду, инструменты, перевязочный материал, халаты. Стерилизации также подвергают воздух и предметы в микробиологических боксах.

Механизм действия различных методов стерилизации не одинаков, но в основе каждого лежит способность нарушать жизненные процессы микробной клетки (денатурация белков, угнетение функции ферментных систем).

Физические методы стерилизации:

1. Прокаливание (фламбирование). Подвергаются металлические предметы (петли, иглы, скальпель, ножницы, шпатель).

2. Стерилизация путем кипячения. Кипячением стерилизуют иглы, шприцы, пинцеты, ножницы, скальпели и другие инструменты, которые раскладывают в стерилизаторах на решетчатые вставки. В стерилизатор наливают дистиллированную воду в количестве, достаточном для полного закрывания инструментов. В воду можно добавлять 2% гидрокарбоната натрия. Кипятят в течение 25 – 30 минут.

3. Стерилизация сухим жаром. Стерилизация осуществляется при помощи сухого нагретого воздуха в сушильном шкафу с двойными стенками (печь Пастера). Снаружи шкаф облицован теплонепроницаемым материалом. Контроль температурного режима осуществляется при помощи температурного датчика. В сушильном шкафу стерилизуют чистую, предварительно высушенную стеклянную посуду, завернутую в пергаментную бумагу. Режимы стерилизации: 155…160⁰ – 2 часа; 165…170⁰ – 1…1,5 часа; 180⁰ – 1 час. Время экспозиции отмечают от момента достижения температурой заданного значения.

4. Стерилизация текучим паром. Стерилизацию проводят в аппарате Коха, который представляет собой сосуд с неплотно закрытой крышкой. На дне аппарата имеется решетчатая подставка, до уровня которой наливают воду. На подставку помещают сосуд с решетчатым дном, в котором находятся объекты, подлежащие стерилизации (питательные среды). В процессе кипения воды образуются пары, нагревающие содержимое сосуда. Время стерилизации – 30…40 минут. Однократная стерилизация уничтожает только вегетативные формы бактерий, а споры сохраняют свою жизнеспособность, стерилизацию проводят «дробно» - три дня подряд. Таким способом стерилизуют среды с углеводами, молоко, среды с желатиной, то есть субстраты, которые не выдерживают нагревания более 100⁰С, длительного действия пара или сухого жара.

5. Тиндализация – это дробная стерилизация в водяной бане при 56…58⁰С в течение 5…6 суток: в первый день прогревают в течение 2 часов, в последующие дни – по 1 часу. Метод используется для стерилизации материалов, разрушающихся при температуре выше 58…60⁰С – веществ, содержащих белки (сыворотка крови).

6. Пастеризация – это метод не полной стерилизации, используемы с целью сохранения питательной ценности пищевого продукта, которая может снижаться при кипячении. Продукт нагревают при 80⁰С в течение 30 минут, а затем резко охлаждают до 4…8⁰С. Резкое охлаждение препятствует прорастанию спор и последующему размножению бактерий.

7. Стерилизация паром под давлением (автоклавирование). Это самый эффективный метод стерилизации. Принцип стерилизации основан на том, что чистый насыщенный водяной пар при высоком давлении, конденсируясь, повышает температуру внутри автоклава выше температуры кипения. При повышении давления пара соответственно повышается и температура в стерилизационной камере: 50,6 кПа (0,5 атм.) – 110…112⁰С, 101,3 кПа (1 атм.) – 120…121⁰С, 151,9 кПа (1,5 атм.) – 124…126⁰С, 202,6 кПа (2 атм.) – 132…133⁰С. Конструкции и объем стерилизационной камеры автоклавов могут быть различными (горизонтальные и вертикальные), но принцип действия остается таким же. В автоклаве стерилизуют питательные среды, выдерживающие температуру выше 100⁰С, стеклянную посуду, завернутую в бумагу, перевязочный материал, халаты (в биксах). Кроме того, обеззараживают микробные культуры, отработанные питательные среды, посуду. Режимы работы автоклава нуждаются в постоянном контроле. Для этого используют химические и биологические методы.

8. Стерилизация фильтрованием. Осуществляется пропускание материала через бактериологические фильтры. Фильтрация связана с механической задержкой бактерий мелкопористыми фильтрами и с адсорбционной способностью материала из которого изготовлен фильтр. Фильтрации обычно подвергают жидкости не выдерживающие нагревания. Различают фильтры:

· керамические – их изготавливают из каолина или кварцевого песка;

· асбестовые - фильтры Зейтца (пластины из смеси асбеста с целлюлозой);

· мембранные – имеют вид тонких листков белой бумаги, их готовят из гемицеллюлозы, обработанной соответствующими реактивами, температурой и прессованием. Эти фильтры различают по диаметру и величине пор, имеют наиболее точную калибровку.

Стерильность фильтратов контролируют высевом на питательные среды с термостатированием.

9. Стерилизация ультрафиолетовым излучением. В лаборатории источником ультрафиолетового излучения обычно служат бактерицидные лампы, используемые для обеззараживания воздуха.

Стерилизация ультразвуком. С помощью ультразвука стерилизуют воду, молоко, некоторые продукты, кожевенное сырье. Стерилизующее действие ультразвука связано с разрушением бактериальной клетки под действием кавитационных полостей, возникающих в цитоплазме.

 

14. Методы стерилизации материала. Аппаратуры для стерилизации материалов (сухожаровые шкафы, автоклавы, стерилизаторы, фильтры). Контроль режима стерилизации (микробиологический метод, физический метод).

 

Физические методы стерилизации:

1. Прокаливание (фламбирование). Подвергаются металлические предметы (петли, иглы, скальпель, ножницы, шпатель).

2. Стерилизация путем кипячения. Кипячением стерилизуют иглы, шприцы, пинцеты, ножницы, скальпели и другие инструменты, которые раскладывают в стерилизаторах на решетчатые вставки. В стерилизатор наливают дистиллированную воду в количестве, достаточном для полного закрывания инструментов. В воду можно добавлять 2% гидрокарбоната натрия. Кипятят в течение 25 – 30 минут.

3. Стерилизация сухим жаром. Стерилизация осуществляется при помощи сухого нагретого воздуха в сушильном шкафу с двойными стенками (печь Пастера). Снаружи шкаф облицован теплонепроницаемым материалом. Контроль температурного режима осуществляется при помощи температурного датчика. В сушильном шкафу стерилизуют чистую, предварительно высушенную стеклянную посуду, завернутую в пергаментную бумагу. Режимы стерилизации: 155…160⁰ – 2 часа; 165…170⁰ – 1…1,5 часа; 180⁰ – 1 час. Время экспозиции отмечают от момента достижения температурой заданного значения.

4. Стерилизация текучим паром. Стерилизацию проводят в аппарате Коха, который представляет собой сосуд с неплотно закрытой крышкой. На дне аппарата имеется решетчатая подставка, до уровня которой наливают воду. На подставку помещают сосуд с решетчатым дном, в котором находятся объекты, подлежащие стерилизации (питательные среды). В процессе кипения воды образуются пары, нагревающие содержимое сосуда. Время стерилизации – 30…40 минут. Однократная стерилизация уничтожает только вегетативные формы бактерий, а споры сохраняют свою жизнеспособность, стерилизацию проводят «дробно» - три дня подряд. Таким способом стерилизуют среды с углеводами, молоко, среды с желатиной, то есть субстраты, которые не выдерживают нагревания более 100⁰С, длительного действия пара или сухого жара.

5. Тиндализация – это дробная стерилизация в водяной бане при 56…58⁰С в течение 5…6 суток: в первый день прогревают в течение 2 часов, в последующие дни – по 1 часу. Метод используется для стерилизации материалов, разрушающихся при температуре выше 58…60⁰С – веществ, содержащих белки (сыворотка крови).

6. Пастеризация – это метод не полной стерилизации, используемы с целью сохранения питательной ценности пищевого продукта, которая может снижаться при кипячении. Продукт нагревают при 80⁰С в течение 30 минут, а затем резко охлаждают до 4…8⁰С. Резкое охлаждение препятствует прорастанию спор и последующему размножению бактерий.

7. Стерилизация паром под давлением (автоклавирование). Это самый эффективный метод стерилизации. Принцип стерилизации основан на том, что чистый насыщенный водяной пар при высоком давлении, конденсируясь, повышает температуру внутри автоклава выше температуры кипения. При повышении давления пара соответственно повышается и температура в стерилизационной камере: 50,6 кПа (0,5 атм.) – 110…112⁰С, 101,3 кПа (1 атм.) – 120…121⁰С, 151,9 кПа (1,5 атм.) – 124…126⁰С, 202,6 кПа (2 атм.) – 132…133⁰С. Конструкции и объем стерилизационной камеры автоклавов могут быть различными (горизонтальные и вертикальные), но принцип действия остается таким же. В автоклаве стерилизуют питательные среды, выдерживающие температуру выше 100⁰С, стеклянную посуду, завернутую в бумагу, перевязочный материал, халаты (в биксах). Кроме того, обеззараживают микробные культуры, отработанные питательные среды, посуду. Режимы работы автоклава нуждаются в постоянном контроле. Для этого используют химические и биологические методы.

8. Стерилизация фильтрованием. Осуществляется пропускание материала через бактериологические фильтры. Фильтрация связана с механической задержкой бактерий мелкопористыми фильтрами и с адсорбционной способностью материала из которого изготовлен фильтр. Фильтрации обычно подвергают жидкости не выдерживающие нагревания. Различают фильтры:

· керамические – их изготавливают из каолина или кварцевого песка;

· асбестовые - фильтры Зейтца (пластины из смеси асбеста с целлюлозой);

· мембранные – имеют вид тонких листков белой бумаги, их готовят из гемицеллюлозы, обработанной соответствующими реактивами, температурой и прессованием. Эти фильтры различают по диаметру и величине пор, имеют наиболее точную калибровку.

Стерильность фильтратов контролируют высевом на питательные среды с термостатированием.

9. Стерилизация ультрафиолетовым излучением. В лаборатории источником ультрафиолетового излучения обычно служат бактерицидные лампы, используемые для обеззараживания воздуха.

Стерилизация ультразвуком. С помощью ультразвука стерилизуют воду, молоко, некоторые продукты, кожевенное сырье. Стерилизующее действие ультразвука связано с разрушением бактериальной клетки под действием кавитационных полостей, возникающих в цитоплазме.

 

Современное оборудование для стерилизации бывает различных типов и видов.

Для термочувствительных медицинских изделий, таких как эндоскопы, катетеры, микрохирургический инструмент и т.д. применяются установки для стерилизации при помощи низкотемпературных методов. Для стерилизации обычных изделий применяются автоклавы или инфракрасные шкафы.

Автоклав

Автоклав представляет собой установку для стерилизации паром под давлением. Он используется как для обеззараживания нечувствительных к температуре и влажности медицинских инструментов, так и для обработки халатов, перчаток, перевязочного материала.

Сухожаровой шкаф

Стерилизация в сухожаровом шкафу происходит при помощи циркуляции внутри него горячего воздуха. Это оборудование используется для термической стерилизации медицинских инструментов. Преимущество сухожаровых шкафов в том, что инструменты при обработке остаются сухими, благодаря чему не создается риск возникновения коррозии.

В настоящее время все большей популярностью пользуются полностью автоматические стерилизационные приборы. Они оснащаются микропроцессором с несколькими программами стерилизации, которые можно при необходимости перепрограммировать под свои нужды.

Оборудование для стерилизации выпускается двух типов: встроенное в стену и свободной установки.

Габариты стерилизационных установок также бывают различны. В настоящее время существуют стерилизаторы с объемом стерилизационных камер от 10 до 100 литров.

 

 

15. Механизмы действия химических факторов на микробы. Дезинфекция и дезинфицирующие вещества.

 

Способность ряда химических веществ подавлять жизнедеятельность микроорганизмов и предотвращать порчу органических субстратов известна с глубокой древности. В частности, египтяне широко применяли кислоты, щёлочи, природные ароматические вещества для мумификации умерших; персы-огнепоклонники для предохранения дерева и кожи от гниения использовали нефть и ее продукты. Применение химических веществ — основа метода антисептики (предложил Джозеф Листер в 1867 г.).

Эффективность зависит от концентрации химических веществ и времени контакта с микробом. Химические вещества могут подавлять рост и размножение микроорганизмов, проявляя статический эффект, либо вызывать их гибель [микро-бицидный эффект (от лат. caedo, убивать)]. Дезинфектанты и антисептики дают неспецифический микробицидный эффект; химиотерапевтические средства проявляют избирательное про-тивомикробное действие.