Мониторинг анестезии и реанимационные мероприятия

4.1.6.1 Мониторинг анестезии.

Мониторинг анестезии у рептилий проводят, оценивая активность рефлексов, наблюдая за дыханием и сердечной деятельностью, в том числе фиксируя изменения с помощью лабораторных методов и постоянного аппаратного контроля.

Активность рефлексов. Во время наркоза релаксация у рептилий, как и у других животных, развивается от головы в каудальном направлении. В восстановительный период возвращение двигательных функций происходит в обратном порядке. Рефлекс репозиции (переворачивания из спинного положения) теряется на самых ранних стадиях и характеризует поверхностный седативный эффект. При восстановлении это полезный параметр, указывающий, что пациента можно экстубировать. Потеря рефлекса подъема ребер (если надавить пальцем на позвоночник), реакции брюшной стенки (при проведении кончиком пальца по брюшным щиткам), движения хвостом при сжатии ануса (у змей) свидетельствуют об утрате спинальных рефлексов и переходе к хирургическому уровню анестезии. У черепах достаточная степень седации связана с потерей рефлекса втягивания головы. При хирургическом наркозе у черепах и ящериц обычно теряется педальный рефлекс, у крокодилов он может быть подавлен, но обычно полностью не утрачивается даже при глубокой анестезии. Пальпебральный, лингвальный рефлексы и рефлекс сжатия челюстей теряются при переходе ко второй фазе хирургического наркоза. Восстановление этих рефлексов обычно совпадает по времени с возвращением спонтанного дыхания. При хирургическом наркозе у рептилий (кроме змей) должен сохраняться роговичный и пупиллярный рефлекс, а у змей – пассивное втягивание языка при его тракции из влагалища и слабый рефлекс кончика хвоста. Утеря этих рефлексов свидетельствует о слишком глубоком наркозе и требует временного отключения подачи анестетика и переходу к ИВЛ, вначале комнатным воздухом, а затем и кислородом, если это необходимо.

Термометрия. Хотя при общем обследовании рептилий термометрия не применяется, в процессе операции контроль температуры воздуха в помещении и температуры тела пациента может иметь важное значение. В процессе анестезии опасна как гипо- так и гипертермия, способствующая гипоксии тканей. Для большинства рептилий температура в процессе операции должна поддерживаться над нижней границей POTZ – у игуан, например, в пределах 26-32°С. Для других видов ящериц этот диапазон может быть несколько иным, но во всех случаях нижний температурный порог не должен снижаться ниже 24°С. Температуру измеряют в клоаке животных с помощью цифровых термометров с выносным зондом. При этом возможен и постоянный контроль.

Мониторинг сердечной деятельности. У ящериц с каудальным положением сердца (варанов) и у змей сердечный толчок легко пальпируется. У остальных ящериц пульс можно наблюдать на каротидном сплетении (в основании шеи) или в аксиальной (подмышечной) ямке, для чего переднюю конечность необходимо отогнуть краниальнее. Пальпировать пульс или определить время обратного наполнения капилляров у этих животных не удается. Для аускультации сердца применим эзофагальный стетоскоп, хотя с его помощью определяются в основном ЧСС и аритмия, дифференцировать сердечные шумы достаточно сложно. Определение артериального давления у рептилий невозможно ни с помощью осциллометрических изменений, ни с помощью давящей манжеты. Это до сих пор методологически ограничивает исследования в области экспериментальной фармакологии вазоактивных препаратов, диуретиков и т.п. В редких случаях при полостных операциях, когда открыт доступ к брюшной аорте, возможно прямое измерение кровяного давления. Тем не менее, такие данные практически не публикуют из-за больших технических трудностей, возникающих при кететеризации артерий у рептилий (Hernandez-Divers, Schumacher, Hernandez-Divers, 2003). Это же касается измерения центрального венозного давления. Некоторую информацию о состоянии периферического кровообращения можно получить, контролируя цвет слизистых оболочек, хотя для этого обычно приходится освобождать от фиксации интубационную трубку для осмотра слизистой рта – это неудобно делать в процессе операции.

Аппаратный контроль сердечной деятельности проводят с помощью кардиомониторов, УЗИ, ЭКГ, с помощью Доплеровского датчика и пульсоплетизмографии (об этом см в разделах «Сердечно-сосудистая система» и «Специальные методы диагностики»). В большинстве случаев при анестезии отмечается умеренное снижение ЧСС (на 10-15 пунктов), с сатурации кислородом (не ниже 60%) и незначительные отклонения на ЭКГ, которые обычно нормализуются в течение первых 5-30 минут наркоза. Исчезновение видимого пульса на каротидном и аксиальном сплетении, тахикардия или выраженная брадикардия, цианоз слизистых оболочек, западение глазных яблок, прогрессивное снижение SpO₂ менее 60% в течение 30 и более минут, выраженные изменения на ЭКГ или изменение амплитуды пульсовой волны на плетизмограмме – все это симптомы нарушений со стороны ССС, требующие быстрой коррекции анестезиологического протокола или же начала реанимационных мероприятий.

Мониторинг дыхания. Наблюдение за частотой, глубиной и ритмом дыхания возможно только у спонтанно дышащей рептилии, отключенной от аппарата ИВЛ. В этом случае легко определяется низкая глубина анестезии, однако у рептилий в состоянии длительного апноэ (что, как мы уже выяснили, может и не быть связано с передозировкой анестетика) требуется дополнительно оценить степень гипоксии или гиперкапнии. В восстановительный период у рептилий нередко можно наблюдать периодический тип дыхания, напоминающий дыхание Чейна-Стокса млекопитающих. Вероятно, этот тип дыхания также связан с периодическим накоплением углекислоты в фазах апноэ и уменьшением Р СО₂ в процессе коротких периодов гипервентиляции. Этот процесс плохо изучен, но я думаю, что это зависит от колебания Р СО₂, Р О₂ и рН крови на уровне пороговых значений, стимулирующих переход от анаэробного гликолиза (длительное апноэ) к внешнему дыханию. В таких случаях необходимо контролировать длительность стадий апноэ – в норме эти периоды должны сокращаться. Однако, в некоторых случаях, особенно при несвоевременном экстубировании или гипотермии, рептилия может впасть в необратимое апноэ с летальным исходом. Особенно часто это состояние встречается у видов, в «нормальной жизни» способных к торпидити. Парадоксальное дыхание у млекопитающих встречается при бронхоспазме, однако у рептилий его сложно дифференцировать. Поэтому лучше назначать бронходилататоры (хотя бы местно) в случае любых нарушений дыхания.

Определить и измерить степень гипоксии и гиперкапнии только клиническими методами очень сложно, поскольку клинические симптомы этих состояний крайне не специфичны даже у млекопитающих. Пульсоксиметрия позволяет определить SpO₂ у любых пациентов, даже небольшого размера, если использовать пищеводный или ректальный датчик. Хотя считается, что показания пульсоксиметра характеризуют не абсолютные, а относительные изменения кислородной сатурации артериальной крови рептилий, экспериментальные исследования показывают, что между SpO₂ и Р О₂, измеренным прямым методом при пункции артерий, существует прямая корреляция (Hernandez-Divers, Schumacher, Hernandez-Divers, 2003). В процессе анестезии SpO₂ не должна снижаться менее 60%. Имеет значение и характер снижения – прогрессивное падение сатурации должно происходить только в первые 5-30 минут, и затем сохраняться на стадии плато, даже если ее уровень понижен. Дальнейшее снижение через 60-120 минут анестезии характеризует дыхательную недостаточность. Использование капнометрии не дает таких четких корреляций с парциальным давлением углекислоты (Р СО₂) в венозной крови. Обычно Р CO₂ составляет у рептилий, по крайней мере, у игуан, порядка 40-60 мм Hg. В начале анестезии оно может снижаться на 10-20 пунктов, но затем либо возвращается к нормальному уровню, либо сохраняется пониженным в течение всей операции. Хотя данных по использованию капнометрии у рептилий опубликовано очень мало, почти во всех таких работах отмечают, что значение Et CO₂ плохо отражает гиперкапнию венозной крови, определенную прямым методом. Тем не менее, использование капнометра позволяет оценить относительные изменения содержания углекислоты в выдыхаемом воздухе (даже если они и не соответствуют истинному состоянию гиперкапнии) и является относительно дешевым и неинвазивным методом постоянного контроля за газообменом.

Определение газов крови, в принципе, можно проводить даже «в домашних» условиях на стандартных панелях Heska. Экспериментальное взятие крови из задней полой вены и брюшной аорты в процессе открытой целиотомии показывает достоверные различия в содержании О₂ и СО₂ в артериальной и венозной крови. Однако, левый интервентрикулярный шунт, особенно выраженный в состоянии наркоза у рептилий, и вызывающий примешивание венозной крови в аортальный поток, может значительно затруднять интерпретацию полученных данных. Даже у неанестезированных рептилий значение рН и содержание НСО₃^- в крови подвержено значительным межвидовым и даже индивидуальным вариациям. Например, у разных видов ящериц значение рН крови варьирует от 7,16 до 7,50 (Frye, 1991). Для игуан этот показатель в среднем составляет около 7,48 (7,4-7,509), но также подвержен заметным вариациям. Уровень бикарбоната колеблется от 15 ммоль/л у анолиса до 31 ммоль/л у серого варана (Frye, 1991). У зеленых игуан индивидуальные вариации составляют 15,2 – 20,8 ммоль/л, причем эти значения увеличиваются у беременных самок или накормленных животных (Campbell, 1999; Nevarez, et al, 2003). Таким образом, определение рН и газов крови позволяет оценить только относительный характер изменений у индивидуального животного в процессе анестезии. Кровь для анализа берут непосредственно перед анестезией из хвостовой вены и затем при необходимости повторяют серийные исследования в процессе операции. Этот метод более трудоемкий, чем постоянный аппаратный контроль, и поэтому имеет ограниченное распространение.

4.1.6.2 Реанимационные мероприятия.

Реанимационные мероприятия у всех животных с медленным метаболизмом значительно менее эффективны, чем у теплокровных. Однако, даже в практике с рептилиями иногда удается провести успешную реанимацию животным с пролонгированным апноэ и явной остановкой сердца. При этом эффект от экстренных мер у рептилий наступает ощутимо позже, чем у млекопитающих, зато и так называемое «время оживления организма», занимающее у млекопитающих всего 4-6 минут после остановки сердца и дыхания, у рептилий, по-видимому, имеет значительно больший интервал. Ниже мы приводим схему реанимации в случае дыхательной и сердечно-сосудистой недостаточности, основываясь на алгоритме, принятом для млекопитающих, но корректируя дозы препаратов на основании собственного клинического опыта и достаточно скудных литературных данных.

Дыхательная недостаточность может возникать при передозировке наркотических средств, обструкции трахеи, пролонгированном апноэ, отеке гортани и легких, бронхоспазме, пневмотораксе, тракции брыжеек, торпидити и шоке. Действия в этом случае сводятся к следующему:

- необходимо переинтубировать трахею, остановить подачу анестетика и перейти на дыхание чистым кислородом: вначале 3-4 вдоха подряд, затем 4 вдоха в минуту;

- в случае отека легких или гортани ввести 4 мг/кг дексаметазона или 10 мг/кг преднизолона внутривенно;

- при бронхоспазме ввести в трахею несколько капель 24% раствора эуфиллина или 2-4 мг/кг 2,4% раствора эуфиллина внутримышечно;

- при передозировке инъекционного анестетика провести реверсию с помощью налоксона, йохимбина, атипамезола или флумазенила, в зависимости от класса анестетика;

- ввести дыхательный аналептик (доксапрам, 5 мг/кг внутривенно) и повторять введение каждые 10 минут до достижения необходимого эффекта.

Сердечно-сосудистая недостаточность возникает при гиповолемии (геморрагия или предоперационная дегидратация), периферической вазодилатации (вследствие анестезии, анафилаксии или эндотоксемии), депрессии миокарда (общее действие анестетика, электролитный дисбаланс, гипоксия и ишемия, скрытая первичная патология), нарушениях ЧСС и ритма (синусовая брадикардия, атрио-вентрикулярная блокада, преждевременные желудочковые комплексы, желудочковая тахикардия), нарушении венозного возврата (портальная гипертензия при патологии печени, обструкция сосудов вследствие перикардиального выпота, обструкция опухолью крупных вен и т.п.), рефлекторной гипотензии (при манипуляциях на брыжейках). Действия:

- остановить хирургические манипуляции, уменьшить подачу анестетика и перейти на дыхание чистым кислородом;

- при возникновении брадикардии или атриовентрикулярной блокады ввести 0,1-0,4 мг/кг атропина внутримышечно;

- начать введение кристаллоидов (LRS/ 5% глюкоза) со скоростью 10-20 мл/кг/час внутривенно, капельно;

- при возникновении ранних желудочковых комплексов и желудочковой тахикардии у млекопитающих назначают лидокаин и пропанолол внутривенно, однако сведения по использованию этих препаратов для рептилий в литературе отсутствуют, и у нас самих также не было такого опыта. Это же касается применения препаратов группы камфары, инотропных препаратов и вазопрессоров.

Остановка сердца у рептилий может возникать при острой гипотензии, передозировке анестетика, гипотермии, гипоксии, гиперкапнии, гиперкалиемии, респираторном и метаболическом ацидозе. Действия:

- вентиляция чистым кислородом, быстрое внутривенное введение кристаллоидов (до 60 мл/кг/час);

- включить нагревательный прибор (температура поверхности не более 42°С), поместить на него животное, подложив хирургическую простынь, и согреть пациента, используя только подогретые растворы и прикрыв операционную рану;

- ввести адреналин внутрисердечно (1 мл 0,1% раствора развести в 10 мл воды), вводить из расчета 0,2 мл/кг каждые 30 минут (манипуляция легче осуществляется у змей и варанов);

- бикарбонат натрия вводить по 0,5-1 мг/кг внутривенно каждые 30 минут;

- ввести внутривенно атропин в дозе 0,4 мг/кг.

- при электромеханической диссоциации (ЭКГ почти нормальна, но нет механической активности миокарда) ввести глюконат кальция в дозе 100 мг/кг внутривенно;

- сведений о применении дефибрилляторов для рептилий нет.

Местная анестезия.

Местные анестетики в ветеринарии рептилий применяют для анальгезии при минорных вмешательствах, при взятии биопсии и некоторых других диагностических процедурах, а также при сочетанном наркозе. Обезболивание – это вопрос этики в современной ветеринарии. Местные анестетики достаточно дешевы, не требуют госпитализации животного, не проходят ГЭБ и обычно не вызывают системного воздействия в терапевтических дозах. Для их использования нужно знать технику инъекций, так как попадание в нерв может вызвать временное или постоянное нарушение трофики тканей. При передозировке они легко могут вызвать системную интоксикацию. Большинство местных анестетиков (кроме кокаина) вызывают вазодилатацию и гиперемию. Адреналин, как вазоконстриктор, устраняет этот эффект, поэтому в медицине многие местные анестетики применяют в сочетании с адреналином или гиалуронидазой, повышающей проникающую способность. Однако, вазоконстрикция адреналина сменяется расширением сосудов, более сильным и длительным, поэтому в ветеринарии мелких домашних и экзотических животных применение его ограничено. Механизм действия местных анестетиков заключается в блокировании ионных каналов, нарушении оттока ионов натрия и деполяризации мембран, причем они обладают тропизмом к нервной ткани. В неактивной форме анестетики амидного типа являются солями четвертичного аммониевого соединения и активируются при контакте со слабощелочной мембраной нервного волокна. В местах с локальным ацидозом (очаги воспаления) их активность значительно ниже. Они плохо всасываются через здоровую кожу, тем более, через чешуйчатую кожу рептилий. Анестетики эфирного ряда за исключением новокаина, сейчас редко применяют в ветеринарии мелких животных. Рептилии и птицы обладают гиперчувствительностью к новокаину. У мелких млекопитающих его передозировка проявляется конвульсиями, но, так как препарат быстро метаболизируется печенью, кумулятивного эффекта обычно не наступает (Clarke, 1992). Этого нельзя сказать о рептилиях, у которых основное выделение препарата происходит за счет клубочковой фильтрации, и поэтому период полувыведения новокаина оказывается дольше расчетного. Системное действие новокаина, которое он оказывает на млекопитающих, заключается в понижении возбудимости периферических холинэргических систем, миокарда и моторных зон коры большого мозга, а также блоке вегетативных ганглиев. У рептилий и птиц эти эффекты более выражены, поэтому новокаин сейчас полностью исключен из практики с этими животными.

Лидокаин и некоторые его гомологи широко применяют в практике с рептилиями для поверхностной аналгезии слизистых оболочек, инфильтрационной, проводниковой и регионарной анестезии при хирургических вмешательствах. Для поверхностной анестезии при интубации традиционно применяли новокаин (citocain), но сейчас перешли на 10% спрей лидокаина. Некоторые анестетики эфирного ряда по-прежнему применяют для обезболивания конъюнктивы и роговицы (пропакаин, аметокаин). Для локальной инфильтрации рептилиям применяют 0,5-1% раствор лидокаина, без добавления адреналина. Им обезболивают кожу, нервные окончания, надкостницу, синовиальные мембраны и подслизистый слой. Подкожная клетчатка, жировая ткань, мышцы, связки, фасции, кость, хрящ и брыжейки не чувствительны к лидокаину. Для линейного блока млекопитающим используют более концентрированные растворы. Однако мы не рекомендуем пытаться проводить линейный блок ящерицам. Во-первых, для этого нужно хорошо знать анатомию, которая может отличаться даже у близких видов, а во-вторых, рептилии не имеют выраженного эпидурального пространства, и любые инъекции будут попадать субдурально. Это чревато компрессией или прямым токсическим воздействием на спинной мозг. Внутривенную регионарную анестезию лидокаином проводят при высокой ампутации хвоста и операциях на конечностях. При использовании 2% раствора лидокаина эффект наступает через 3-5 минут и длится около 90 минут. Такая анестезия может быть чревата расслаблением анального сфинктера или ретракторов гемипенисов и иногда заканчивается пролапсом органов клоаки. Проводниковую анестезию иногда применяют для блокады нижнечелюстной ветви при операциях на мандибуле у игуан, но мы предпочитаем проводить их под общей анестезией, так как остеотомия с остеопластикой обычно занимает более часа. У млекопитающих в зоне инфильтрации в восстановительный период могут отмечаться явления парестезии: раздражение, боль, не нормальная чувствительность. Кошки и собаки могут кусать и царапать такие места, что, в принципе способны делать и ящерицы, хотя сам я этого не наблюдал. При передозировке лидокаина у млекопитающих могут отмечаться симптомы интоксикации: сокращения мышц, седация, конвульсии, диспноэ, реже возбуждение. Токсической является доза около 10 мг/кг (Clarke, 1992). Лечение в этом случае заключается в даче кислорода, введении диазепама и форсированном диурезе (Mc Kelvey, Hollingshead, 1994; Muir, Birchard, 1997). Дуглас Мэйдер (Mader, 1998) наблюдал гибель игуаны от передозировки лидокаина. Я наблюдал гибель болотной черепахи, обыкновенного удава и явления интоксикации у нескольких хамелеонов и агам. Симптомы включали диспноэ, фасцикуляцию и смерть от прогрессирующей сердечной недостаточности и возможно, коллапса, в течение 15-60 минут. Я думаю, что токсическая доза для здоровых рептилий составляет не менее 40 мг/кг (2 мл 2% раствора), но у ослабленных животных возможны токсические реакции и при меньших дозах, поэтому лучше не превышать дозу 20 мг/кг и использовать более слабые растворы (0,5 -1%).

Коллеги на Западе нередко используют мепивикаин, как наименее токсичный, и бупивикаин, который обладает пролонгированным действием. Тримекаин – одно из главных средств наркоза для амфибий, дающий при накожном применении общую анестезию с хорошей адинамией и аналгезирующим эффектом.

 

Боль и аналгезия.

4.1.8.1 Рецепция боли у низших позвоночных и применение анальгетиков

Если в хирургии высших позвоночных аналгезия является необходимой частью анестетического протокола и затем, как правило, применяется при ведении постоперационных больных, то для рептилий специальные аналгезирующие препараты применяют редко. Это связано с тем, что препараты многих фармакологических групп (например, ненаркотические аналгетики) не вызывают у этих животных терапевтического эффекта в общепринятых дозах, для других препаратов эти дозы приближаются к токсическим, и существует большой риск видоспецифических реакций. Кроме того, сложно дифференцировать поведение у рептилий, испытывающих боль. Вместе с тем у рептилий, как и у млекопитающих, механизмы, модулирующие боль, вызывают соответствующие поведенческие реакции на болезненные стимулы. При этом в ответ на стимулы, близкие к пороговым, активность обычно возрастает, как и у высших позвоночных (защита, агрессия, вокализация, избегание и т.д.), и наоборот, в ответ на болезненные стимулы, вызванные повреждением, активность снижается. У рептилий физиологические стрессовые реакции аналогичны и включают сужение сосудов, повышение частоты сердечных сокращений и систолического объема, понижение тонуса кишечника и мочевого пузыря, эндокринные реакции, приводящие к нарастанию катаболических процессов и снижению СКФ почек. Ноцицептивная стимуляция мозга также усиливает симпатические реакции, в результате чего увеличивается вязкость и время свертывания крови, фибринолиз и агрегация тромбоцитов. У большинства экзотических видов боль и связанный с ней стресс вызывают иммуносупрессию, увеличивают время заживления ран, снижают потребление воды и корма и вызывают в итоге вторичные проблемы, такие же, как при синдроме дисадаптации: язвы желудка, парез кишечника, трофические язвы, стаз уратов в почках, шок и даже смерть (Bradley, 2001). Такие явления часто сопровождают травмы, хирургические вмешательства и другие болезненные процедуры.

Наши эмпирические представления о рептилиях, как о животных, не испытывающих боли (или, по крайней мере, имеющих значительно более высокие болевые пороги) основаны, наверно, на способности многих видов впадать в торпидные состояния даже без болезненных стимулов. К этому способны многие зимующие или ныряющие виды. Такие животные могут впасть в торпидити, т.е. состояние полного замирания всех физиологических функций, включая видимое дыхание и сердцебиение, практически на сутки. В таком состоянии некоторые ящерицы, например, крокодиловый шинизавр, способны сутки пролежать на дне водоема под водой, и уж тем более никак не реагировать на болезненные стимулы. На самом деле анестезия таких животных плохо управляема, чему я, к сожалению, имел нимало подтверждений в собственной практике. Кроме того, мы знаем, что многие рептилии имеют очень плохую термальную чувствительность кожи, и способны получить ожог третьей степени, устроившись на нагревательном приборе. На самом деле термальная чувствительность у них существует, просто зоны терморецепторов обычно располагаются ближе к голове и хвосту, а не на коже брюха или спины. В повышении болевых порогов, также как и в развитии торпидных состояний у рептилий и амфибий, большую роль играют эндогенные опиаты. Особенно эффект эндогенных опиатов выражен у зимующих видов. Так, у адаптированных к холоду амфибий налоксон-реверсивные болевые пороги достоверно выше, чем у теплолюбивых видов (Macklin, 1999). В ответ на фиксацию или лабораторные стрессы многие рептилии и амфибии показывают стресс-индуцированную аналгезию, которую не удается блокировать налоксоном. В коже амфибий существует по крайней мере четыре независимых афферентных нервных пути, передающих стимулы от слабых до сильно болезненных. Кроме того, амфибии имеют хорошо развитую эндогенную опиатную систему, в связи с чем экспериментальное назначение опиоидных препаратов вызывает доза-зависимое повышение болевых порогов у неанестезированных животных. Недавно было показано, что большая доля опиоидных рецепторов в тканях мозга амфибий относится к каппа-подобным рецепторам (Macklin, 1999). Более того, опиаты, избирательно влияющие на мю-, дельта- и каппа-рецепторы у млекопитающих, сходным образом влияют и на амфибий, которым, впрочем, требуются гораздо более высокие дозы. Фармакокинетика и видовая чувствительность к опиатам у рептилий также в значительной степени варьирует. К сожалению, обзорных работ об их ноцицептивной чувствительности пока не существует. Вместе с тем, некоторые препараты у них вызывают соматическую анальгезию без выраженной седации. У некоторых водных черепах, так же как и у амфибий, два альфа-2-миметика, клонидин и дексмедетомидин вызывают аналгетический эффект, подверженный реверсии йохимбином и атипамизолом, причем без выраженной седации. Кетамин вызывает похожий эффект у млекопитающих по нескольким предполагаемым механизмам, а у рептилий и амфибий он заметно блокируется налоксоном. Действие других анальгетиков пока остается не изученным, однако понятно, что ни гипотермия, ни торпидные состояния, ни влияния стресса не вызывает у рептилий уровня анальгезии, достаточного для болезненных вмешательств.

В клинической практике анальгетики назначают рептилиям при применении инвазивных процедур, во время хирургических вмешательств, постоперационным больным и при генерализованных заболеваниях, сопровождаемых с болевым синдромом, как компонент консервативной терапии.

При хирургических вмешательствах для достижения анальгезирующего эффекта обычно требуются более высокие дозы наркотических анальгетиков, чем для потенцирования наркоза, а в случае инъекционного мононаркоза диссоциативными анестетиками – наоборот, некоторое уменьшение дозы. В каждой ситуации связанной с болью, реализуется несколько проводящих путей, и задействуются различные медиаторы и нейрорецепторы. Поэтому использование анальгетиков и блокаторов из разных фармакологических групп обычно дает синергичный эффект при одновременном уменьшении доз препаратов. При анестезии млекопитающих схему подбирают по индивидуальному протоколу в зависимости от основного диагноза, общего состояния, предшествующего лечения и клинического ответа, комбинируя различные классы анальгетиков (мультимодальная терапия). Те же принципы, вероятно, должны действовать и при анальгезии рептилий. Например, при кровотечениях, чреватых кровопотерями и гиповолемией – гастритах, энтеритах, язвенной болезни, недостаточности печени и почек, гипотензии – прием нестероидных противовоспалительных средств может быть противопоказан. Как и при анальгезии других животных, не следует одновременно назначать препараты из одной фармакологической группы и лучше избегать пролонгированных курсов.

При назначении опиоидных препаратов следует учитывать их короткий срок действия (при курсовом применении) и избегать назначения их пациентам с гипотензией. При комбинировании их с ингаляционными и диссоциативными анестетиками дозу последних следует уменьшить.

Дозы анальгетиков для рептилий чаще всего подбирают эмпирически из клинической практики и назначают схему только для конкретного или близкого вида, очень редко – основываясь на данных фармакокинетики. При применении таких препаратов возможны видоспецифичные реакции, а кроме того, дозы значительно варьируют среди основных отрядов рептилий, а также у водных и сухопутных видов. Общее состояние пациента и, прежде всего, статус гидратации и температура оказывают значительное влияние на фармакокинетику анальгетиков. Поэтому во многих справочниках рекомендуются очень широкие диапазоны доз для отдельных видов рептилий, которые определяют скорее не дозу, а ее порядковое значение. При работе с плохо изученными видами всегда следует начинать с минимальных доз.

В современной практике для рептилий применяют в основном нестероидные противовоспалительные средства и опиаты (см таблицу). В нашей практике мы сейчас используем, как правило, буторфанол (Moradol) и карпрофен (Rimadyl). Буторфанол в рекомендуемых дозах может удлинять восстановительный период после кровавых операций, или у пациентов с гипотензией. При назначении этого препарата важно соблюдать температурный режим, как при операции, так и в восстановительный период. В дозах более 2 мг/кг он может вызывать седативный эффект у ослабленных пациентов. Мы наблюдали его у игуан и йеменских хамелеонов. Подробнее о дозах для конкретных видов рептилий можно узнать в некоторых статьях и пособиях (Bennett, 1998; Carpenter, et al, 2001; Fronefield, 2000; Heard, 2001; Johnson-Delaney, 1996; Mathews, 2000; Ripley, 1998). Альтернативные методы терапии боли, такие как акупунктура, массаж, магнитотерапия, рефлексотерапия, физиотерапия, гомеопатия, применяют и для рептилий в некоторых зарубежных (Bradley, 2001) и отечественных клиниках. Мне трудно судить об этом, так как по данному поводу отсутствуют какие-либо публикации. Думаю, что, по крайней мере, при хирургических заболеваниях такие методы малоэффективны, хотя мы успешно применяем их для некоторых постоперационных больных. Траумель (гомеопатический комплексный препарат фирмы Heel) при использовании местно, парентерально или внутрь постоперационным больным, по нашему впечатлению, иногда снимает у последних болевой синдром.

 

4.1.8.2 Поведение, связанное с болью.

Как и при любой терапии, об успехе применения анальгетиков свидетельствует возвращение животного к нормальному поведению, позе, питанию и дефекации. При любых болезнях или процедурах, вызывающих боль у млекопитающих, следует предполагать аналогичный компонент и у рептилий и учитывать это при терапии.

Существует мнение, что у животных, являющихся, как правило, жертвами, агонистическое поведение при боли проявляется редко, чтобы «не демонстрировать себя хищникам в качестве больного животного» и наоборот, преобладает поведение затаивания, то есть статические позы или даже торпидити. Это усложняет диагностику болевых состояний. Кроме того, на приеме животные могут вести себя иначе, чем в домашнем террариуме – особенно, ночные виды. Поэтому следует больше внимания уделять наблюдениям владельца, так как часто важны изменения именно индивидуального поведения, а кроме того, по возможности нужно смотреть, как ведет себя животное на столе без фиксации.

Характерные нарушения нормального поведения можно наблюдать не только при болевом синдроме, но и при многих общих заболеваниях, хотя в этом случае все равно нельзя исключить болевой компонент. Обычно к таким нарушениям относятся:

· Анорексия, закрытые глаза,

· Атипичные позы (например, изгибание тела дорзально или в бок, поднимание или вытягивание головы),

· Повышенная подвижность, повышенная настороженность,

· Манежные движения, изменения окраски (стрессовая окраска),

· Гиподинамия, замкнутость и скрытность, избегание обогрева,

· Летаргия (при этом животное сохраняет неподвижность вне обогрева долгий период времени),

· Царапанье конечностью или сокращения мышц в области болевых ощущений,

· Агрессия у пассивных в норме особей, внезапные конвульсии или элементы агрессии (например, хлестание хвостом) у одиночно содержащихся ящериц,

· Дисфагия, аэрофагия, вызывающая вздутие желудка,

· Болезненность и напряжение мышц при пальпации (например, брюшной стенки),

· Хромота и атаксия

Об успехе терапии свидетельствует исчезновение таких симптомов. Например, после целиотомии игуаны иногда выгибают спину и «носят» брюхо над грунтом, либо выгибают тело в бок, в сторону, противоположную наложенным швам (при косом парамедианном доступе). Это поведение обычно купируется двумя – тремя дозами карпрофена.

Болевой синдром иногда сопутствует некоторым заболеваниям. При этом элементы агонистического поведения обычны при острых локальных болях, например, при брыжеечной и почечной колике, травмах, некрозах, циститах и уролитиазе, ожогах, панкреатите, метиоризме, пододерматитах, подагре. И наоборот, гиподинамия и ступорозные состояния, как правило, сопровождают тяжелые генерализованные заболевания, связанные с интоксикацией: перитонит, пневмонию, септические артриты, раки, почечную недостаточность, гепатиты, остеомиелит, вторичный гиперпаратиреоидизм, каловый завал, высокую кишечную непроходимость и т.п.

 

Хирургия

4.2.1. Общие принципы.

Хирургические вмешательства у рептилий начали широко практиковать с начала 80-х годов прошлого века. Тем не менее, до настоящего времени не опубликовано базовых пособий ни по общей, ни по оперативной хирургии этих животных. Соответствующие разделы включены почти во все зарубежные издания по болезням рептилий, а также в некоторые книги, выпущенные на русском языке (Ланде, Ярофке, 1999; Васильев, 1999), однако в них материал изложен конспективно. Несколько более подробно вопросы общей хирургии рассматриваются в двух разделах, написанных Беннетом, и включенных в учебное пособие Джонстона (Bennett, 1991). Оперативная хирургия базируется на топографической анатомии, которая значительно отличается у разных видов ящериц. В связи с этим создание общего руководства по оперативной хирургии весьма затруднительно, и техника конкретных операций описывается только в специальных публикациях. В качестве базового пособия по топографической анатомии зеленых игуан можно использовать атлас по лабораторной анатомии Олдхэма и Смита, изданный в США в 1975 году (Oldham, Smith, 1975). К сожалению, эта книга с тех пор не переиздавалась и сейчас является библиографической редкостью.

Общие принципы хирургии ящериц в целом не отличаются от тех, на которых основана хирургия мелких млекопитающих. Однако, здесь также имеется определенная специфика, связанная с особенностями анатомии и физиологии рептилий. К ней можно отнести гетеротермность, низкий уровень метаболизма, особое строение чешуйчатой кожи, отсутствие диафрагмы и, следовательно, хирургического барьера между грудной и брюшной полостью, способность этих животных к анаэробному дыханию и пролонгированному апноэ, способность к интервентрикулярному шунту в связи с неразвитой межжелудочковой перегородкой, особый механизм заживления ран и воспалительного ответа, особый тип рассасывания шовных материалов, доминирование грамотрицательной микрофлоры в случае хирургической инфекции и многое другое. Общей особенностью хирургии ящериц можно считать также мелкие размеры большинства пациентов, масса тела которых за исключением крупных видов обычно не превышает 50-200 г. Все это в той или иной степени отражается на технике подготовки и проведения оперативных вмешательств, выборе инструментария и ведении постоперационных больных.

4.2.1.1 Инструментарий.

При работе с крупными ящерицами, такими как вараны или игуаны с массой тела более 1 кг, вполне пригодны стандартные хирургические наборы, используемые в хирургии кошек и мелких собак. Для проведения вмешательств на мелких ящерицах необходимы некоторые дополнительные микрохирургические и глазные инструменты, такие как хирургический пинцет Бишопа-Гармона, пинцет «колибри», иглодержатель Кастровьехо для работы с атравматикой № 6-0/8-0, ножницы Стивенса для сухожилий или глазные ножницы Веккера, а также микрогемостатические и ретинальные зажимы, лигатурные канюли и малые раневые зонды или канюля слезопроводящих путей Оггеля. Для большинства операций требуется довольно ограниченный набор основного инструментария, в который мы традиционно включаем и некоторые инструменты из стоматологической и лор-практики (например, совершенно незаменимыми могут оказаться зубоврачебные шпатели, штыковые пинцеты или носовые расширители-зеркала). Для специальных операций требуется электрохирургическое оборудование (тонкие коагуляционные пинцеты), высокоскоростные боры, щипцы для синовэктомии Штойбринка и другое оборудование для остеосинтеза, в том числе, не стандартное. В нашей практике также широко применяется холодноплазменный генератор, в западных клиниках – лазерное и криохирургическое оборудование.

4.2.1.2 Периоперационная подготовка больных.

Перед плановыми операциями пациентам следует провести ОКА и биохимическое исследование крови, обязательно определив гематокритное число. Обезвоженным ящерицам назначают парентеральную регидратацию, рассчитав объем замещения. Перед любой полостной операцией ящериц не следует кормить в течение 48 часов, если это возможно, хотя ободочная кишка у любых видов, особенно у растительноядных, все равно будет наполнена. Температура в террариуме в периоперационный период должна быть слегка повышена (до высшей границы POTZ), но в процессе операции ее снижают до 26-28°С. В связи с этим животное фиксируют на грелке, а еще лучше использовать для этого нагревательный террариумный коврик (который обычно нагревается до 40-45°С), покрыв его несколькими слоями стерильной хирургической ткани. Порт в периферической вене лучше ставить не позже, чем за сутки до операции или в процессе самой операции, чтобы не назначать дополнительных седативных средств в периоперационный период. Мы ставим постоянный порт только крупным ящерицам и только по показаниям (перитонит, почечная недостаточность, колотомия), когда требуется интенсивная инфузионная терапия. В остальных случаях для пред- и послеоперационной регидратации вполне допустима многократная пункция хвостовой вены.

Для предупреждения хирургической инфекции операции проводят с соблюдением асептики и антисептики. Рептилии в этом смысле не являются исключением, хотя их чешуйчатая кожа не слишком удобна для обработки общепринятыми методами. Операционное поле вначале моют с антибактериальным мылом и затем обрабатывают антисептическими растворами. 70% спирт и спиртосодержащие растворы могут вызывать у рептилий ожог эпидермиса. Особенно это касается ящериц с тонкой кожей, таких как гекконы, или животных, находящихся в линьке. Для этих целей лучше применять местные антисептики, содержащие активный йод, бигуанид или хлоргексидин. Для обработки кожи мы обычно используем 1% раствор бетадина (по активному йоду), для промывания открытых ран и мягких тканей обычно используют лавасепт (0,1-0,2% раствор), октенисепт или хлоргексидин (0,2-0,5% раствор), для промывания полости тела, а также открытых абсцессов и флегмон – 1% диоксидин, 0,2% хлоргексидин и 0,5% метронидазол. Для изоляции операционного поля вместо текстильных простыней применяют марлевые тампоны и клеящую пленку, либо водонепроницаемые односторонние простыни. Преоперативное введение антибиотиков проводят однократно в начале операции в случае асептических или условно-асептических вмешательств. Препаратами выбора в этом случае являются ципрофлоксацин или цефтазидим, которые вводят внутривенно в общепринятой дозе (10 мг/кг и 20 мг/кг соответственно). В случае длительных (более 2 часов) или «грязных» операций антибиотики назначают в большем объеме, по обычной терапевтической схеме.

После операции больной остается на операционном столе (на грелке) до появления самостоятельного дыхания (не менее 2 вдохов в минуту) и рефлекса репозиции, после чего его экстубируют и возвращают в чистый террариум без грунта (на бумагу или синтетический коврик). Подогрев в террариуме оставляют на всю ночь (используют коврики или инфракрасные лампы, но не яркий свет), а фронтальное стекло занавешивают.

4.2.1.3 Обработка ран.

Заживление ран у рептилий проходит по таким же механизмам, как у птиц или грызунов, но более растянуто во времени. Вначале образуется струп из фибрина и белкового экссудата. Эпителиальные клетки мигрируют из пограничных тканей и пролиферируют, образуя под струпом моноклеточный слой, закрывающий рану. Помимо пролиферации эпителия, в зону раневого дефекта мигрируют гетерофилы и макрофаги, которые фагоцитируют бактерий и клеточный детрит. В последнюю очередь происходят миграция и гиперплазия фибробластов, формирующих рубцовую ткань. Этот процесс происходит медленно, занимая не менее 4-6 недель. Гетерофильная инфильтрация сохраняется в зоне дефекта в течение всего этого срока. Поэтому кожные швы у рептилий рекомендуется сохранять не менее 4-6 недель до полного созревания рубцовой ткани. Линька значительно ускоряет заживление, и если она происходит в течение 3-4 недель после операции, то швы обычно удаляются вместе со струпом. Если животное линяет в более ранние сроки, то, как правило, требуется замена швов. Для скорейшего формирования струпа швы в первые дни после наложения нужно подсушивать, обрабатывая их зеленкой или аэрозольными препаратами с антибиотиком (террамицин, чеми-спрей, септонекс и т.п.). После образования струпа рану обрабатывают вначале антисептическими мазями, содержащими антибиотик (диоксиколь, целестодерм с гарамицином, сульфаргин и т.п.), а затем, если рана остается чистой, - эпителизирующими мазями (солкосерил, актовегин). Обработку проводят каждые 1-2 дня до снятия швов или до ближайшей линьки. Обширные открытые раны зарастают вторичным натяжением в течение нескольких месяцев. В течение всего этого срока они должны быть закрыты не давящей повязкой, а лучше – противоожоговыми аэрозольными препаратами, такими как пантенол или олазоль. На заживление ран влияет температура и ориентация разреза.

Разрез кожи лучше проводить между чешуями, ориентируя линию разреза вдоль аксиальной оси тела или конечности. Инициальный разрез осуществляют скальпелем в центре раны, оттянув кожу пинцетом, после чего его расширяют, введя под кожу желобоватый зонд или с помощью ножниц или диссектора. В связи с тем, что чешуйчатая кожа рептилий имеет тенденцию вворачиваться по краям разреза, для закрытия ран применяют «выворачивающие» типы швов, формирующих рубцовый гребень, таких как петлевидный, вертикальный или горизонтальный матрацный. Для этих же целей удобно использовать сшивающие аппараты. У ящериц, имеющих подкожные остеодермы, для кожных швов используют тонкую проволоку или скобки Мишеля, в остальных случаях – не рассасывающуюся синтетику или обработанный шелк. Швы, как уже отмечалось, снимают через 4-6 недель после операции. Перед снятием швов рану тщательно осматривают и пальпируют. При неполном закрытии раны снимают каждый второй шов и оставляют их еще на 2 недели, несостоятельные швы заменяют. После снятия швов рану контролируют до ближайшей линьки. Часто в области рубца во время линьки происходит адгезия кожного лоскута, и требуется еще 2-3 линных цикла, чтобы линька в этом месте полностью нормализовалась. При медленном заживлении под струпом или вторичным натяжением характерна гипертрофия рубцовой ткани. В таких случаях для сокращения площади рубца можно использовать крем контратубекс, который, однако, может вызывать сильный локальный зуд. Его применение показано в тех зонах, где рубец мешает процессам регенерации: кончик хвоста, пальца, носовые щитки и т.д. В общем случае площадь дефекта сокращается во время последующих линек, а также происходит формирование новых чешуй и миграция хроматофоров по краям рубца.

Для наложения кожных швов у рептилий предпочтительнее использовать атравматику, так как неразвитая подкожная клетчатка определяет низкие эластические свойства их кожи. При использовании обычных хирургических игл в ней остаются отверстия, а при значительном натяжении кожа легко прорезается. Для погружных швов используют медленно рассасывающуюся синтетику. Специальных исследований скорости и характера рассасывания шовных материалов у рептилий не проводили. Однако клинический опыт показывает, что кетгуты (в том числе, хромированный) и возможно, другие шовные материалы, рассасывающиеся по механизму фагоцитоза, у рептилий не подвергаются биодеградации в установленные сроки (Millichamp, et al, 1983; Lawton, Stoaks, 1992). Это связано с пониженной лизосомальной активностью их гетерофилов. Поэтому для рептилий предпочтительнее использовать абсорбирующуюся синтетику на основе полигликоля, полилактата или полидиоксанона, такую как полиглактин 910 (Vicryl), полигликолевую кислоту (Dexon), полидиоксанон (PDS, Ethicon), полигликапрон 25 (Monocryl, Ethicon) и полигликонат (Maxon), рассасывающуюся преимущественно по механизму гидролиза. Наши клинические наблюдения показывают, что синтетические шовные материалы рассасываются в тканях рептилий примерно в те же сроки, что и у млекопитающих, то есть, в пределах 60-90 дней.

Аспекты травматологии

Переломы костей у рептилий встречаются достаточно часто. Причинами переломов являются нарушение условий содержания (содержание без террариума, чреватое падениями с высоты, случайным травмированием своих питомцев владельцами или домашними животными), групповое содержание (особенно, если вместе содержат нескольких самцов), а также ВПГ. Характер травм определяется видом животного. Так, у черепах в основном встречаются трещины и фрагментация элементов панциря, переломы проксимальных отделов трубчатых костей и диафизарные переломы при падении с высоты на бок, а также переломы нижней челюсти. У крокодилов встречаются простые и оскольчатые диафизарные переломы, в основном при ВПГ, и переломы рострума и нижней челюсти. У ящериц широко распространены короткие косые диафизарные переломы, реже простые поперечные или оскольчатые диафизарные переломы, еще реже - проксимальные или дистальные околосуставные переломы. Для молодых ящериц, страдающих ВПГ, также весьма характерны переломы тел или невральных дуг позвонков с компрессией спинного мозга и выбуханием межпозвоночного диска, особенно в грудопоясничном отделе.

У рептилий переломы по большей части остаются закрытыми, чему способствует их прочная и эластичная чешуйчатая кожа. При пальпации ощущается крепитация отломков костей и подвижность вне сустава. Отек заметен не всегда. Диагноз следует уточнить рентгенологически. У ящериц скорость и характер заживления переломов специально не изучали, однако клинические наблюдения показывают, что это происходит ощутимо медленнее, чем у птиц и млекопитающих, хотя и несколько быстрее, чем у других видов рептилий, где любые травматические переломы заживают не менее 6-8 недель. Патологические переломы при ВПГ могут заживать еще быстрее, при условии замещения потерь кальция это занимает всего 3-4 недели.

Основные принципы травматологии вполне применимы и к ящерицам. Тот или иной метод лечения переломов выбирают в зависимости от характера травмы, общего состояния пациента, наличия оборудования и возможностей владельца.

4.2.2.1 Консервативное лечение переломов

Многие травмы у игуан заживают и без хирургического вмешательства или лечебной иммобилизации, с разной степенью порочного срастания. Последствия спонтанно заживших переломов можно наблюдать у многих «домашних» ящериц. Наружная фиксация применяется в случае спонтанных переломов при ВПГ. Для этого используют поддерживающие повязки, шины, лонгеты и т.п. Деминерализованная кость при ВПГ становится слишком мягкой и ломкой, чтобы удерживать имплантаты при внутренней фиксации переломов. Спонтанные переломы происходят при элиминации около одной трети запасов солей кальция из костной ткани. Большинство патологических переломов происходит с минимальным смещением, но конечность после заживления несколько укорачивается. Иногда бывает достаточно зафиксировать конечность с помощью пластыря к боковой поверхности тела или основанию хвоста. Если имеется значительное угловое смещение, проводят интрамедуллярную фиксацию «подкалиберным» гвоздем, вытяжной спицей или инъекционной иглой у очень мелких ящериц, чтобы стабилизировать кость по аксиальной оси. Помимо этого требуется наружная фиксация в функциональной позиции. Предложено несколько способов наложения фиксирующих повязок для игуан, в том числе, в сравнительно ранней литературе (Marcus, 1981; Redisch, 1977; Wallach, Boever, 1983). Иммобилизацию конечности лучше проводить под короткой общей седацией, используя кетамин, пропофол или мидазолам. Это снижает риск получения дополнительных травм животными с ВПГ и облегчает манипуляции с пострадавшей конечностью. Используют циркулярные повязки из быстро отвердевающих материалов, либо шины и лонгеты, которые закрепляют эластичными бинтами или пластырем. Для взрослых ящериц мы предпочитаем использовать гипсовые повязки, но для мелких видов они слишком тяжелые. Особенно опасно применять тяжелые материалы для животных с ВПГ, так как при этом возрастает нагрузка на остальные конечности. Для фиксации шин используют трехслойную поддерживающую повязку. Вначале кладут тонкий слой подкладочного материала и фиксируют пластырем. Затем накладывают шину. Ее изготавливают из деревянных или алюминиевых полосок, специальных полимерных материалов и проволочного каркаса, ортопласта, гекселита или термопластика. Ветеринарный термопластик (VTP, IMEX Vet. Inc.) широко используют для игуан в западных клиниках. При комнатной температуре он затвердевает, а в горячей воде становится мягким, как пластилин, и ему можно придать любую необходимую форму. Этот материал достаточно легкий. После наложения шины всю конструкцию снаружи закрывают эластичным клеящим бинтом.

При использовании любых типов повязок важно зафиксировать конечность в функциональной позиции, так как фиксация к телу вызовет угловую деформацию, если кость не стабилизирована по аксиальной оси. При переломах плеча или бедра иммобилизацию пострадавшей конечности проводят по описанной выше методике, а саму повязку фиксируют на противоположной конечности. Это позволяет, следуя правилам травматологии, зафиксировать два ближайших к точке перелома сустава, а кроме того, повязка при этом не будет сползать. При переломе бедра повязку проводят по дорзальной стороне (над крестцом), фиксируя перелом и основание противоположного бедра. При переломе плеча повязку наоборот, проводят по вентральной стороне (под грудиной), фиксируя также противоположное плечо (Lock, Bennett, 2003). Часть иммобилизованной конечности нужно обязательно оставлять открытой, чтобы можно было наблюдать за ее состоянием. Обычно оставляют стопу, но следует учитывать, что у игуан длинные когти при движениях могут цепляться за коврики, оборудование и т.п., и ящерицы их часто отрывают. Поэтому лучше прикрыть пальцы мягкой повязкой, которую легко удалить на время осмотра. Осмотр проводят первую неделю ежедневно, а затем еженедельно, проверяя, не соскальзывает ли повязка, имеются ли симптомы отека или ишемии. В последнем случае иммобилизацию отменяют на несколько дней, а затем используют простую фиксацию конечности к телу. Последующее лечение включает терапию II-III стадии ВПГ (см. в соответствующем разделе).

4.2.2.2 Остеосинтез

Сложности в осуществлении остеосинтеза в разных отрядах рептилий связаны со спецификой строения их костей. У черепах, например, кости укороченные, искривленные и имеют чрезвычайно узкий медуллярный канал, развитый к тому же лишь в дистальной половине трубчатой кости. Для таких животных интрамедуллярный остеосинтез практически не применим, и более подходят методы экстернальной фиксации, а у крупных животных – применение пластин на винтах. У крокодилов кости сочетают в себе специфику организации и черепах и ящериц – они более искривленные и укороченные, чем у ящериц, однако имеют выраженный медуллярный канал, как у черепах более развитый в дистальном отделе кости. К этим животным можно было бы применять практически любые методы остеосинтеза, однако ситуация осложняется их водным образом жизни – операционные раны должны быть закрыты наглухо. Кроме того, практически всегда переломы конечностей у крокодилов случаются при ВПГ (лишь при групповом содержании на фермах травматические переломы можно считать нормой), а это ограничивает применимость хирургических методов. Консервативная иммобилизация перелома у крокодилов также представляет проблему, поскольку размокающий материал для этих животных не подходит, а очень плотная чешуйчатая кожа не позволяет нормально зафиксировать повязку с помощью бинтов или пластыря. У ящериц имеется своя специфика: их кости напоминают кости птиц, они достаточно прямые, узкие, пневматизированные, с широким медуллярным каналом и весьма узким кортикальным слоем. У некоторых видов, например, у варанов или хамелеонов кости могут быть заметно искривлены. Эти кости чрезвычайно склонны к раскалыванию вдоль, особенно при ВПГ, причем на самых ранних стадиях заболевания. Кроме того, репаративные процессы практически полностью определяются надкостничными реакциями, так как отсутствует гаверсова перестройка медуллярной кости и активные процессы в практически бессосудистом кортексе (см. раздел «Опорно-двигательный аппарат»). В связи с этим, а также длительным заживлением переломов, когда имплантаты должны долго оставаться в кости, ящерицы плохо переносят любой чужеродный материал на надкостнице, особенно серкляжную проволоку и кортикальные винты, а также, возможно, пластины.

Для крупных ящериц успешно использовали несколько методов остеосинтеза (Cooper, Jackson, 1981; Frye, 1991; Hartman, 1976; Redisch, 1978). Остеосинтез винтом – техника выбора у млекопитающих при длинных косых и многофрагментарных оскольчатых диафизарных переломах. У ящериц, однако, в этих случаях винты плохо удерживаются в резьбовом отверстии, так как кортикальный слой обычно слишком тонок. Более применима эта техника в случае переломов эпифизов. В этой ситуации можно использовать маллеолярные винты наименьшего диаметра.

Костные компрессионные пластины для ящериц до настоящего времени не использовали, во всяком случае, такие сведения не опубликованы. Теоретически, это возможно для крупных игуан и варанов, сохраняющих нормальную плотность кортикальной кости. Мелкие стандартные пластины (Synthesis, Paoli) и винты диаметром 1,1-1,5 мм позволяют провести остеосинтез трубчатой кости диаметром от 4-5 мм.

Использование интрамедуллярных штифтов и ортопедической проволоки – более дешевый и потому более распространенный метод. У млекопитающих остеосинтез восьмеркообразным проволочным серкляжем обеспечивает стабильный биологический остеосинтез без применения в послеоперационном периоде внешней иммобилизации. У рептилий применение серкляжа, помимо опасности воспаления, не дает необходимого сопротивления осевым нагрузкам, так как конечности располагаются почти горизонтально по отношению к телу, и ось стилоподия (плеча или бедра) также расположена горизонтально. В связи с этим даже при простых поперечных переломах возникают сильные угловые деформации, и если конечность не иммобилизована полностью, происходит следующий поперечный перелом по кольцевой петле серкляжной проволоки. Поэтому серкляж можно накладывать дополнительно, после стабилизации изгибающих и срезающих усилий на ось кости с помощью интрамедуллярного штифта. Серкляж может быть показан при длинных косых и оскольчатых диафизарных переломах, но при этом также необходима полная консервативная иммобилизация конечности.

Остеосинтез интрамедуллярным штифтом (внутрикостным гвоздем) у млекопитающих проводят в основном по методу Кюнчера путем эластичного защемления в костно-мозговом канале V-образного, U- образного гвоздя или гвоздя в форме трилистника. Учитывая особенности строения костей ящериц, применение штифтов сложного сечения оказывается достаточно рискованным, так как обычно вызывает продольное раскалывание кости в области диафиза. Для интрамедуллярного остеосинтеза у этих животных более подходят штифты Штейнманна с круглым сечением и короткой низкой резьбой. В области перелома диаметр штифта должен точно соответствовать диаметру костно-мозгового канала. Для мелких ящериц с очень хрупкими костями или ящериц с ВПГ используют «подкалиберные» штифты круглого сечения, вместо них можно использовать спицы Киршнера, спинальные или инъекционные иглы.

При закрытом внутрикостном остеосинтезе зону перелома не обнажают. Гвоздь вводят на расстоянии от места перелома через высверленное отверстие в проксимальный фрагмент и после репозиции отломков вставляют вдоль направителя в дистальный фрагмент под рентгенологическим контролем. Горизонтальная ориентация конечностей у ящериц делает эту операцию более сложной, чем у млекопитающих. При переломах бедра рекомендуют вводить штифт через вертельную ямку, а при переломах плеча – через большой бугорок плечевой кости (Lock, Bennett, 2003). В нашей практике мы используем этот метод только при переломах проксимального эпифиза большеберцовой кости, так как эта техника вполне сходна с установлением внутрикостного катетера слепым методом через тибиальный гребень (см. раздел «Введение жидкостей» в главе «Терапия»). В остальных случаях лучше использовать доступ через дистальный по отношению к перелому сустав или проводить открытый остеосинтез.

При открытом остеосинтезе зону перелома обнажают. Разрез кожи осуществляют между чешуями. Доступ к длинным трубчатым костям у рептилий основан на тех же принципах, что и в хирургии млекопитающих. Он должен быть оптимальным, то есть близким к месту перелома и наименее травматичным для мышц и крупных сосудов. Крупные сосуды у ящериц в основном проходят по краям фасциальных футляров мышц, особенно в медиальном и латеральном аспекте конечности. Поэтому разрез не следует проводить со стороны латеральной или медиальной поверхности. Если врач плохо знаком с анатомией и васкулатурой конечностей конкретного вида ящериц, то лучше проводить разрезы непосредственно через крупные мышечные группы, разделяя ткань по ходу волокон. После идентификации отломков их изолируют, вводя в костномозговой канал каждого отломка подкалиберную спицу или иглу. Травмированные ткани обрабатывают, гематомы, вызванные переломом, удаляют с помощью тампонов. Как правило, проводят ретроградный остеосинтез, вводя штифт со стороны места перелома в дистальный отломок, а затем, выведя его через небольшой разрез слегка проксимальнее локтевого или коленного сустава, продвигают назад в проксимальный отломок, добиваясь правильной репозиции костных фрагментов. Если используют штифт с низкой резьбой, соответствующий диаметру медуллярного канала в области перелома, то после репозиции отломков штифт коротко обрезают в 3-4 мм от места его выведения через эпифиз и закрывают рану глухими швами. Штифт оставляют в костно-мозговом канале на 8-12 недель (Frye, 1991), хотя швы на коже снимают уже через 6 недель. При использовании подкалиберных штифтов круглого сечения гвоздь не будет стабильно зафиксирован в медуллярном канале и может легко выйти из него, а также не препятствует ротации отломков по аксиальной оси. В этом случае требуется дополнительная фиксация конечности с помощью иммобилизующей повязки или фиксация путем выгибания гвоздя с креплением на дистальном отделе конечности.

4.2.2.2.1 Ретроградный интрамедуллярный остеосинтез у ящериц с помощью подкалиберного штифта.

Техника операции. Операцию проводят под короткой седацией кетамином, пропофолом или мидазоламом. В области перелома через дорзальный или вентральный разрез идентифицируют дистальный отломок. В его костномозговой канал вводят спиральное сверло, диаметр которого должен точно соответствовать диаметру подобранной спицы Киршнера. Сверло вводят до тех пор, пока оно при максимально согнутой конечности не упрется в изогнутую часть кости. Конец сверла должен выйти через дистальный эпифиз плечевой кости проксимальнее локтевого сустава, а при остеосинтезе бедренной кости – проксимальнее коленной чашечки. После этого, вынув сверло, в костномозговой канал дистального отломка вводят штифт. Длина штифта должна приблизительно в 2 раза превышать длину бедренной кости. Продвижение его в дистальном направлении продолжают до тех пор, пока выступающий в дистальном отломке конец полностью не скроется в медуллярном канале. Осуществив репозицию отломков при необходимом вытяжении и ротации, их удерживают с помощью самоцентрирующихся костных щипцов и продвигают штифт в проксимальном направлении, до внедрения в губчатую кость проксимального эпифиза. Затем штифт изгибают под углом 90° на расстоянии 3-5 мм от трепанационного отверстия и фиксируют к зейгоподию (предплечью или голени) через подкладочную ткань с помощью пластыря. Такая фиксация препятствует выпадению подкалиберного штифта из медуллярного канала и предотвращает расхождение отломков по аксиальной оси, однако не препятствует их ротации. В связи с этим конечность необходимо зафиксировать и в области автоподия, то есть кисти или стопы. Ее фиксируют к боковой поверхности тела или хвоста с помощью пластыря и эластичного фиксирующего бинта. Затем хирургическую рану в области перелома закрывают рассасывающимся скорняжным швом и на кожу накладывают петлевидные швы.

Постоперационное лечение. Назначают короткий курс антибиотика. В целях обезболивания и редукции травматического отека назначают НПВС в течение 4 дней (карпрофен в дозе 2,5 мг/кг в сутки внутримышечно). При необходимости назначают траумель внутрь или местно, замещение электролитов и кальция, а также витамины в низких терапевтических дозах.

4.2.2.2.2 Ретроградный интрамедуллярный остеосинтез у мелких ящериц с помощью инъекционных игл.

Показания. Этот метод применяют для мелких игуан, хамелеонов и других ящериц с незначительно (в норме) искривленными костями в случае простых поперечных диафизарных переломов.

Техника операции. Операцию проводят под короткой седацией кетамином или пропофолом. Ослабленных пациентов анестезируют в контейнере изофлураном или метоксифлураном, затем интубируют тонким катетером для периферической вены и проводят операцию в течение 10-15 минут без дополнительной подачи наркоза и подключения аппаратного дыхания. У пациента должен быть сохранен, по крайней мере, роговичный рефлекс. Дистальный отломок идентифицируют через дорзальный разрез и вводят в его костномозговой канал тонкую иглу, которая в дальнейшем служит проводником. Поэтому нужно заранее подобрать инъекционную иглу необходимой длины и диаметра, которая будет служить штифтом. Диаметр иглы должен быть несколько меньше диаметра медуллярного канала, а длина иглы должна соответствовать длине трубчатой кости. При необходимости иглу можно укоротить со стороны острия. Игла, которую используют в качестве проводника, должна точно соответствовать внутреннему диаметру иглы, используемой в качестве штифта. Например, для мелких хамелеонов можно использовать иглу калибра 20G, а в качестве проводника для нее – иглу калибра 23G. Для мелких игуан используют иглу калибра 18G, а «комплементарной» для нее является игла калибра 21G. Совсем мелким пациентам операцию проводят с помощью подкожных игл калибра 23 и 26G. Иглу-проводник проводят до дистального эпифиза и буравящими движениями выводят на поверхность через сустав при полностью согнутой конечности. Затем комплементарную инъекционную иглу большего калибра одевают на острие проводника и проводят через кожу в полость медуллярного канала дистального отломка. Под визуальным контролем удаляют проводник, конец штифта направляют в костномозговую полость проксимального отломка и продвигают до фиксации острия иглы в губчатой кости проксимального эпифиза. Канюля иглы должна остаться в нескольких миллиметрах над точкой прокола сустава. После этого канюлю прокалывают хирургической иглой и подшивают слегка «внатяг» к коже над суставом. Затем операционную рану закрывают глухими швами. Конечность фиксируют к боковой поверхности тела или хвоста с помощью пластыря.

Постоперационное лечение. Назначают полный курс антибиотика (до 14-20 дней), первые дни при необходимости костномозговой канал промывают через введенную иглу 0,5% раствором диоксидина или хлоргексидина. Иглу удаляют через 4 недели, при необходимости сохраняя иммобилизацию конечности, так как образовавшаяся за этот срок фиксационная мозоль еще не является стабильной. Однако, оставлять иглу, выведенную через сустав, на более длительный срок опасно из-за возможности возникновения контрактуры или периартикулярного фиброза. После удаления штифта подвижность в суставе обычно восстанавливается в течение 7-10 дней. Животному в этот период показаны теплые ванны, в которых его нужно заставлять двигаться по 30 минут в день. Осложнения при этом способе остеосинтеза в нашей практике наблюдаются редко.

4.2.2.2.3 Остеосинтез с помощью внешней фиксации

Экстрамедуллярный остеосинтез с внешней фиксацией спиц позволяет сохранить ткань сустава интактной и, в принципе, его можно проводить даже мелким ящерицам. Поскольку ось стилоподия рептилий ориентирована горизонтально, спицы ориентируют не в латеро-медиальном, как у млекопитающих, а в кранио-каудальном направлении. Для мелких ящериц используют двустороннюю поперечную фиксацию с помощью вытяжных спиц разного размера, спинальных и подкожных игл, а для внешней фиксации – полимеризующийся или другой быстро отвердевающий материал. Такая конструкция гораздо более легкая и более дешевая, чем аппараты внешней фиксации. Внешнюю фиксацию применяют в основном при оскольчатых диафизарных переломах, при удалении центрального фра