Общие правила работы с микроскопом

 

Место для микроскопа выбирают дальше от прямого солнечного света. Работа на столе с темной поверхностью меньше утомляет глаза. Лучше смотреть в окуляр левым глазом, не закрывая правого. При работе с бинокулярной насадкой сначала регулируют расстояние между окулярами в соответствии с расстоянием между глазаминаблюдателя так, чтобы поля зрения обоих окуляров сливались в одно.

Переносят микроскоп, держа одной рукой за штатив, другой – за основание микроскопа. Следует предохранять микроскоп от толчков, соприкосновения с сильнодействующими веществами типа кислот, щелочей. Не рекомендуется вынимать окуляр из трубы, чтобы не загрязнять пылью трубу и объективы. Во время работы желательно защищать микроскоп от дыхания, т.к. конденсация паров ведет к его порче. Линзы должны быть всегда чистыми. Нельзя касаться пальцами оптических поверхностей.

При работе с иммерсионным объективом (90х) устанавливают зеркало плоской стороной и поднимают коненсор. Каплю иммерсионной жидкости (кедрового масла) наносят на препарат, не размазывая по стеклу. Погружать в иммерсионную жидкость можно только иммерсионные объективы (не сухие!).

Глядя сбоку на предметное стекло, опускают объектив до поверхности масляной капли. Далее, глядя в окуляр осторожно опускают объектив при помощи макровинта, следя при этом за появлением изображения. Когда оно появится, для регулирования изображения пользуются микровинтом. Если изображение нерезкое, тусклое или плывет, что-то сделано неправильно: загрязнена фронтальная линза объектива, мешают пузырьки воздуха в масле, случайно закрыта диафрагма, сдвинута лампа или зеркало. Причину некачественного изображения надо устранить.

По окончании работы поднимают тубус, снимают препарат и осторожно протирают фронтальную линзу объектива хлопчатобумажной салфеткой, смоченной очищенным бензином.

ПРИГОТОВЛЕНИЕ ПРЕПАРАТА

 

Техника взятия культура для приготовления препарата. Пробирку с культурой держат в левой руке почти в горизонтальном положении вблизи спиртовки. Обожженной в пламени бактериологичес­кой петлей из пробирки берут небольшое количество микробной массы. Перед взятием культуры правой рукой вынимают ватно-марлевую пробку из пробирки, зажимая ее между мизинцем и ладонью, а края пробирки обжигают на пламени спиртовки. Петлю держат в правой руке большим, указательным и средним пальцем. После взятия культур» края пробирки и пробку обжигают в пламени и закрывают пробку.

Приготовление мазка.

На чистое обезжиренное предметное стекло наносят каплю дистиллиро­ванной воды. Прокаленной бактериологической петлей из пробирки с культурой берут небольшое количестве микробной массы и вносят в кап­лю. Каплю тщательно размазывают петлей по стеклу на площади прибли­зительно 4 см². Густую суспензию сначала разводят водой. Для этого стерильной петлей берут немного суспензии и переносят в каплю воды на другое предметное стекло. После приготовления мазок сушат на воздухе при комнатной температуре или слабом нагревании, держа пре­парат высоко над пламенем спиртовки. Сильное нагревание препарата при сушке не рекомендуется, так как белки коагулируют, искажая структуру и форму клеток. Высушенный препарат фиксируют, медленно проводя три-четыре раза нижней стороной стекла над пламенем спир­товки. Возможна фиксация мазка при помощи химических соединений (хромовые соединения, формалин, ацетон, 96%этиловый спирт или смесь Никифорова - смесь равных объемов этилового спирта и эфира). Для этого препараты погружают на некоторое время в фиксирующую жидкость.

 

ОКРАШИВАНИЕ ПРЕПАРАТА

 

При окрашивании мазка препарат помещают на препаратодержателъ. На мазок наносят несколько капель красителя. В зависимости от вида красителя и цели исследования продолжительность окрашивания меняет­ся от 1 до 5 мин. По окончании окрашивания препарат промывают водой, фильтровальной бумагой удаляют воду, подсушивают на воздухе и микроскопируют.

Существуют простые и дифференцированные методы окраски. При простой окраске используют какой-либо один краситель, например, метиленовый синий, фуксин, генциан фиолетовый в щелочных или карболовых растворах. Прокрашивается вся клетка. При дифференцированной окраске отдельные структуры клетки окрашиваются разными красителями. Таковы методы окраски по Граму, окраска спор.

Для окрашивания микроорганизмов применяют кислые и основные красители. Первые вступают в реакцию с веществами основной, вторые – кислотной природы. Поскольку в белках есть основные (-NH₂) и кис­лотные (-СООН) радикалы, клеточные структуры хорошо окрашиваются теми и другими красителями.

Из основных красителей наиболее час­то в микробиологии применяют красные - нейтральный красный, сафранин, фуксин; синие - метиленовый синий; фиолетовые - генциан фиолетовый, метиленовый фиолетовый; зеленые - метиленовый зеленый, малахитовый зеленый и другие. Кислые красители могут быть следующие: красные и розовые - кислый фуксин, эритрозин; желтые - конго, флуоресцеин.

Красители можно разделить на позитивные и негативные. Позитивные красители окрашивают клетки (при комнатной температуре в тече­ние 30 – 60 с); негативные –пространство, окружающее микроорганиз­мы. В результате клетки выглядят силуэтами на фоне красителя.