Препараты для премедикации и потенцирования наркоза

Глава 4. Анестезиология и хирургия.

Анестезиология

За последние 30 лет активного развития ветеринарии экзотических животных для анестезии пресмыкающихся предприняты попытки использования большинства препаратов, применяемых в медицинской и ветеринарной анестезиологии. Накопленный опыт свидетельствует о том, что целый ряд общепринятых средств анальгезии и седации теплокровных не оказывает действие на рептилий, а дозы эффективных лекарств и динамика их действия значительно отличаются у представителей различных систематических групп (Васильев, Тимерин, 1999; Bennett, 1991, 1996; Boyer, 1991; Johnson, 1992).

Фармакокинетика дыхательных и сердечных стимуляторов, ганглиоблокаторов, парасимпатолитиков, нейролептиков, анальгетиков и диуретиков у пресмыкающихся практически не изучена, данные различных авторов противоречивы (Frye, 1991).

Анатомо-физиологические особенности рептилий не позволяют напрямую использовать методы иммобилизации и наркоза, широко применяемые для теплокровных (Чижов, 1992). Основную сложность для анестезиолога представляет относительно медленный обмен веществ у рептилий по сравнению с млекопитающими. При этом увеличивается время индукции препаратов при любом способе введения, значительно (до нескольких суток) удлиняется время остаточного действия и в целом резко сужается широта терапевтического действия средств для наркоза: дозы, необходимые для достижения надежной седации, вплотную приближаются к токсическим. Тем не менее, общие принципы анестезиологии применимы к любым животным, включая рептилий, и при разработке анестезиологического протокола необходимо следовать определенному алгоритму, позволяющему минимизировать анестезиологические риски.

 

Общие принципы.

4.1.1.1 Подготовка пациента.

· Если позволяет время, пациента необходимо в течение 1-3 суток подготовить к операции, выдержав его при температуре, соответствующей POTZ. Никогда, даже в случае экстренных операций, не следует анестезировать охлажденную рептилию. Ее нужно хотя бы в течение 1-2 часов выдержать при повышенной температуре и саму операцию обязательно проводить на грелке.

· Перед анестезией рекомендуется провести общий осмотр и некоторые лабораторные исследования, включающие взвешивание, определение гематокрита, проведение ОКА и биохимического исследования крови, а также копроскопию (Schumacher, 1996). Это позволяет в некоторых случаях выявить скрытую патологию печени или почек, достаточно широко распространенные у рептилий. Подозрение на заболевание этой группы влияет на анестезиологический протокол и ограничивает выбор средств для наркоза. Во время осмотра важно определить ЧСС и ЧДД, хотя оба эти параметра у не анестезированных животных могут быть повышены вследствие стресса. У зеленых игуан массой 1 кг при 25°С ЧСС составляет 34-70 уд/мин, а ЧДД – порядка 15-30 вдохов в мин. (Bennett, Schumacher, et al, 1998).

· Голодную диету назначат только здоровым рептилиям, так как больные обычно не питаются. Рвотный рефлекс для ящериц не характерен, и кроме того, гортанная щель у рептилий в норме открывается только во время вдоха, а у анестезированных животных, как правило, остается закрытой. Поэтому аспирация содержимого желудка маловероятна, хотя некоторые предварительные диагностические процедуры, например, УЗИ или рентгенографию, лучше проводить при опорожненном желудке и мочевом пузыре. Плановых больных с сохраненным аппетитом выдерживают на голодной диете в течение 3 суток. Змеям с наполненным желудком (2-5 суток после кормления) лучше отложить операцию. Это же касается животных, находящихся в линьке.

· Если предполагается проводить аппаратный мониторинг анестезии, то показания приборов нужно снимать еще до начала операции, после премедикации или заранее – за сутки или несколько часов до начала анестезиологических процедур. Это позволяет охарактеризовать «норму» для данного пациента, а также в редких случаях оценить риск со стороны ССС. ЭКГ и обзорная рентгенограмма грудной клетки при рутинном обследовании рептилий дают мало информации. Гораздо полезнее сделать перед операцией УЗИ печени, почек и миокарда, если имеется такая возможность.

· Парентеральную регидратацию назначают всем плановым больным в объеме 20-30 мл/кг в сутки за 1-3 дня до операции. При экстренных вмешательствах замещение ОЦК начинают за 1-2 часа до операции (рассчитав объем и скорость инфузии) и затем при необходимости продолжают и в процессе самой операции. Периоперативная регидратация показана при любых операциях, длящихся более часа. Рекомендуемая скорость введения жидкости составляет 5 мл/кг/час внутривенно или внутрикостно (Bennett, 1991, 1995, 1996).

· Интубацию проводят всем пациентам, независимо от метода проведения наркоза, если операция занимает более 15 минут. Интубировать следует также всех пациентов, утерявших роговичный рефлекс или при быстром наступлении адинамии в случае применения низких доз инъекционного анестетика. Например, остеосинтез подкалиберным штифтом у мелких хамелеонов обычно проводят под короткой седацией кетамином или пропофолом. Если хирург и пациент нормально подготовлены к операции, она занимает не более 15 минут. Трахея у хамелеонов неудобна для введения интубационной трубки, поэтому при таких коротких операциях интубацию можно не проводить. Однако, если при низких дозах кетамина (20-30 мг/кг) или пропофола (3мг/кг) адинамия наступает в течение 1-2 минут, появляется стрессовая окраска и исчезает педальный рефлекс, пациента необходимо интубировать и сразу начинать аппаратное дыхание под переменным давлением.

4.1.1.2 Выбор методов наркоза.

Выбор методов наркоза и применяемых медикаментов определяется общим состоянием пациента и наличием анестезиологических рисков, характером и продолжительностью операции и возможностями клиники и владельца. При этом важную роль играет клинический опыт врача, поскольку лучше применять именно тот метод наркоза, с которым он наиболее знаком. Многие врачи, традиционно применявшие кетамин, теперь сталкиваются со значительными трудностями при использовании золетила или пропофола, поскольку к этим препаратам существует видовая чувствительность, а терапевтическая широта в некоторых случаях уступает кетамину. При работе со сравнительно новыми для рептилий препаратами, такими как мидазолам, саффан, золетил, севофлуран и т.п., накоплен еще недостаточный опыт. Поэтому приводимые здесь дозы отработаны только для ограниченного круга видов, и при использовании их для других рептилий вполне возможны осложнения. Тем не менее, каждый врач должен быть восприимчив к новым методам, улучшающим безопасность и надежность при проведении наркоза.

Анестезиологические риски часто возникают при введении даже небольших доз инъекционных анестетиков или при комбинированном наркозе. В группу риска попадают прежде всего животные, способные к пролонгированному апноэ, то есть ныряющие виды или виды, впадающие при стрессе в торпидное состояние. Кроме того, как и при анестезии млекопитающих, особого внимания требуют особи с тяжелыми травмами, гиповолемией и заболеваниями печени, почек или сердечно-сосудистой системы. Рептилиям с признаками сердечной недостаточности применение анестезии лучше вообще исключить. При гиповолемии не рекомендуется применять фенотиазины и диссоциативные анестетики. При нарушениях дыхания пациента необходимо интубировать независимо от метода анестезии и проводить ИВЛ чистым кислородом. При почечной недостаточности лучше в предоперационный период провести внутривенную регидратацию, сразу прекращая инфузию при опухании век у ящерицы. Показано преоперативное введение кортикостероидов (метилпреднизолон, 5-10 мг/кг). Наркоз лучше проводить только ингаляционный. При нарушении функции печени отмечается увеличение продолжительности действия анестетиков. Поэтому противопоказано применение препаратов, подвергающихся метаболизму: кетамина, фенотиазинов, галотана. При серьезных травмах и массивной кровопотере давать наркоз можно только после внутривенной регидратации или полного комплекса противошоковой терапии. Необходима интубация и дыхание чистым кислородом. При необходимости лучше использовать бензодиазепины и исключать фенотиазины.

Для всех пациентов группы риска показан эндотрахеальный мононаркоз изофлураном или севофлураном, если есть такая возможность. Если необходима предварительная седация для проведения интубации, лучше сразу начинать с масочного наркоза или анестезировать животное в контейнере. Если необходимо воспользоваться инъекционным анестетиком перед переходом на ингаляционный наркоз, то, на наш взгляд, лучше для этих целей подходит пропофол (5 мг/кг) или буторфанол (1 мг/кг), но не диссоциативные анестетики, фенотиазины или бензодиазепины. Сложные анестезиологические протоколы в основном используют для крупных рептилий, но следует учитывать, что любые схемы неингаляционной анестезии у рептилий значительно менее управляемы, чем у теплокровных.

Препараты для премедикации и потенцирования наркоза.

Антихолинэргические средства, и прежде всего, атропин, раньше предлагали вводить в рутинную схему премедикации для устранения гиперсаливации и риска брадикардии (Schumacher, 1996). Атропин (0,01-0,04 мг/кг внутримышечно или интрацеломически) или гликопирролат (0,01 мг/кг внутримышечно или подкожно) рекомендуют вводить за 15 минут до начала анестезии (Bennett, 1991). Следует отметить, что у многих ящериц снижение сердечного ритма происходит в норме в процессе анестезии и не является осложнением, вызванным побочным действием или передозировкой препарата. Для некоторых особей в предоперационный период наоборот, характерна тахикардия. Поэтому мы не рекомендуем назначать атропин перед любой операцией, за исключением случаев выраженной предоперационной брадикардии или развития брадикардии в латентный период. В случае пролонгированной брадикардии или гиперсаливации в процессе операции, атропин назначают по показаниям. Гликопирролат считается несколько более эффективным (Frye, 1994), хотя в эксперименте Pace, Mader (2002), проведенном на 8 здоровых игуанах, не было выявлено достоверных различий ни при внутривенном введении 0,01 мг/кг гликопирролата и 0,04 мг/кг атропина, ни при внутримышечном и внутривенном введении атропина. У экспериментальных животных также не выявили существенных различий в ЧСС и ЧДД по сравнению с контролем. Тем не менее, известно, что и атропин и гликопирролат достаточно эффективно тормозят у рептилий вагосимпатические реакции, в частности, саливацию (Frye, 1991).

Фенотиазины. Говоря о препаратах, применяемых для премедикации рептилий следует отметить фенотиазины, в особенности хлорпромазин (аминазин) и ацепромазин (ветранквил), которые при введении внутримышечно за 40-60 минут до наркоза позволяют в 2-3 раза снизить дозы барбитуратов или кетамина. Ацепромазин в дозах 0,1-0,5 мг/кг у черепах вызывает степень седации, достаточную для выполнения неболезненных вмешательств (Schumacher, 1996; Millichamp, 1988). Сведения по его применению для игуан или других ящериц в литературе отсутствуют. Ацепромазин у млекопитающих дает хороший седативный эффект, однако, не вызывает аналгезии и снижает кровяное давление. Для рептилий рекомендуемые дозы ацепромазина в 5-10 раз превышают дозы для млекопитающих. На наш взгляд, это лучший препарат для седации крупных черепах, с которыми невозможно иначе провести никаких манипуляций. Однако как средство, потенцирующее наркоз, он может быть опасен и не рекомендуется для пациентов группы риска, особенно, при гиповолемии. Аминазин в дозе 10 мг/кг внутримышечно вызывает у большинства черепах эффект, аналогичный ацепромазину. Премедикация фенотиазинами достоверно облегчает и ускоряет восстановительный период при анестезии рептилий, чувствительных к этому препарату.

Бензодиазепины используются преимущественно для подготовки к иммобилизации миорелаксантами или для короткой седации перед наркозом. Диазепам в дозе 0,22-0,62 мг/кг за 20 минут до введения сукцинилхолина (дитилина) потенцирует его действие, сокращает и облегчает индукцию у мисиссипского аллигатора (Bennett, 1996) и кетамина у других рептилий (Schumacher, 1996). Однако, данные по его применению у разных видов рептилий противоречивы, а рекомендуемые разными авторами дозы варьируют в широких пределах. В нашей практике мы применяли этот препарат, также как и ацепромазин, только для седации крупных видов черепах. Для снятия судорожного синдрома при применении диссоциативных анестетиков диазепам рекомендуют в дозе 2,5 мг/кг внутримышечно или внутривенно. На наш взгляд, эта доза слишком высокая и лучше не превышать дозы 0,4 мг/кг. В таких же высоких дозах (2,5 мг/кг) диазепам рекомендуют как транквилизатор в случае агрессивного поведения у самцов игуан, однако эти данные требуют подтверждения (Rossi, 1998a, 1998b).

Мидазолам в дозе 1-2 мг/кг внутримышечно усиливал эффект кетамина у каймановой черепахи Chelydra serpentina, причем анестезирующий эффект поддавался реверсии флумазенилом (). Впоследствии выяснили, что эффект мидазолама весьма варьирует у разных видов черепах. Например, у черепах Chrysemys picta мидазолам не вызывал анестезирующего эффекта даже в 10-кратной дозе ни самостоятельно, ни в сочетании с кетамином (Oppenheim, Moon, 1995; Holz, Holz, 1994). У красноухих черепах мидазолам вызывал седативный эффект в дозах от 1,5 мг/кг, который в среднем длился 82 минуты. Латентный период составлял 5,5 минут, восстановительный – 40 минут. При этом индивидуальная чувствительность у животных широко варьировала(Oppenheim, Moon, 1995). Предполагается, что различный эффект мидазолама и возможно, других бензодиазепинов, зависит от видоспецифического распространения ГАМК-рецепторов в разных семействах рептилий и различия нейрорецепторных механизмов в филогенетически не одинаковых группах. Помимо того, что ГАМК-рецепторы могут отсутствовать у некоторых видов рептилий (что пока остается не изученным), некоторые водорастворимые агенты, такие как мидазолам, могут просто плохо проникать в ЦНС этих животных. Если это так, можно ожидать, что черепахи, имеющие высокую видоспецифическую чувствительность к ивермектину (например, пантеровая и другие виды сухопутных черепах), эффект которого также определяется действием на ГАМК-рецепторы, будут более чувствительны и к мидазоламу.

Сведения о применении мидазолама для ящериц и змей в литературе не опубликованы. Судя по нашему клиническому опыту, мидазолам в дозе 2-2,5 мг/кг вызывает хорошую седацию у зеленых игуан на срок около 40 минут. Гиподинамия сохраняется у ящериц еще в течение 1-2 часов. Препарат очень удобен при установке внутривенного или внутрикостного катетера, так как седация оказывается достаточной, чтобы затем в течение 1-2 часов капельно вводить раствор. Ящерица при этом «дремлет», но совершенно адекватно реагирует на внешние стимулы. Флумазенил производит достаточно быструю реверсию седативного эффекта мидазолама. Млекопитающим флумазенил вводят внутривенно в дозе 0,3 мг/кг. Такую же дозу применяли и мы для игуан. К сожалению, цена этого препарата слишком высока, чтобы применять его на постоянной основе. Повышение дозы мидазолама более 2 мг/кг может быть опасным для ослабленных пациентов. При переходе на ингаляционный наркоз после индукции мидазоламом мы в ряде случаев наблюдали пролонгированное апноэ и брадикардию у нескольких игуан и синеязыкого сцинка (со смертельным исходом), причем в этом случае реверсии флумазенилом не происходило.

α₂-адреномиметики. Ксилазин обычно не потенцирует действие кетамина, и эту «классическую» комбинацию для рептилий не применяют. Впрочем, здесь данные различных авторов также противоречивы. Ксилазин назначали в дозах 0,1-1,25 мг/кг разным видам рептилий, причем при анестезии нильского крокодила комбинация 20 мг/кг кетамина и 1 мг/кг ксилазина оказывала синергичное действие (Lloyd, 1999), а у красноухих черепах такой эффект отсутствовал. Диверс рекомендует для черепах комбинацию 50 мг/кг кетамина и 10 мг/кг ксилазина (Bennett, Divers, et al, 1999), однако на наш взгляд, доза 60 мг/кг кетамина обладает таким же эффектом. Мы сами не применяем ксилазин для ящериц, однако вполне возможно, что эта комбинация окажется эффективной для змей. Этим животным приходится назначать очень высокие дозы кетамина (60-100 мг/кг) для достижения хорошей седации, поэтому наркоз лучше потенцировать бензодиазепином или другими инъекционными агентами. К сожалению, данные о применении ксилазина для змей в литературе также отсутствуют. Другая комбинация диссоциативного анестетика с α₂-адреномиметиком – золетил- вполне успешно применяется для крупных змей. Для ящериц, особенно для мелких потенцированный α₂-адреномиметиком наркоз может быть опасен из-за выраженного угнетения дыхания и кровообращения. Действие ксилазина поддается реверсии йохимбином (0,1 мг/кг), во всяком случае, у крокодилов (Lloyd, 1999).

Медетомидин - другой препарат этой группы, в последнее время получивший достаточно широкое распространение, особенно при анестезии черепах. Сам по себе этот препарат не вызывает ни адинамии, ни достаточной аналгезии, и используется в комбинации с кетамином. Для сухопутных черепах рекомендуют 150 мкг/кг медетомидина и 5-10 мг/кг кетамина, смешанных в одном шприце. Для водных черепах дозу медетомидина следует увеличить вдвое (Bennett, Divers, et al, 1999). Препараты вводят внутримышечно или внутривенно. В рекомендованных дозах препараты вызывают седацию через 15-45 минут, достаточную для проведения неболезненых вмешательств или интубации. При необходимости клинически здоровых черепах можно переводить на ингаляционный наркоз. Для водных черепах также рекомендуют кетамин (5-20 мг/кг), медетомидин (100-300 мкг/кг) и буторфанол (0,4 мг/кг), комбинированные в одном шприце. Смесь вводят медленно внутривенно, и это дает неплохую анестезию, достаточную для коротких вмешательств. Для игуан предложены дозы 5-10 мг/кг кетамина и 100-150 мкг/кг медетомидина внутримышечно (Divers, 1999). Для крокодилов рекомендуют 20 мг/кг кетамина и 150 мкг/кг медетомидина, однако реакции на введение последнего широко варьируют. В этой группе животных чаще отмечается угнетение дыхания и сердечной деятельности. Действие медетомидина и комбинаций этого препарата подвержено реверсии α₂-антагонистом - атипамезолом. Рептилиям атипамезол вводят внутривенно, в таких же дозах, как млекопитающим (в 5-кратной дозировке по отношению к медетомидину). Следует отметить, что реверсия после введения атипамезола обычно наблюдается значительно позже, чем у млекопитающих. Наши пациенты никогда не бывают «слишком бодрыми» и требуют даже более внимательного контроля, чем без применения этого препарата.

Опиоиды. Применение опиоидов для рептилий имеет свои ограничения. Как правило, требуется значительное увеличение доз, а кроме того, отмечены широкие видоспецифические реакции. В работе Hernandez-Divers, Schumacher и др. (2003) буторфанол в дозе 2 мг/кг использовали для премедикации 23 особей зеленых игуан с переходом в дальнейшем на эндотрахеальный наркоз изофлюраном или севофлюраном. В обеих группах сатурация кислородом (SpO₂) снижалась в течение первых 5 минут менее 90%, но впоследствии нормализовалась. Давление СО₂ вначале анестезии составляло 20-40 мм Hg, но затем снизилось до 15-20 мм. Достоверных отклонений в других мониторируемых функциях, также как и между экспериментальными группами не выявили. При анестезии изофлураном индукция длилась на 2-4 минуты дольше, а восстановление – на 5-40 минут дольше, чем при анестезии севофлураном. Эти данные показывают, что у зеленых игуан буторфанол в общепринятой дозе не вызывает токсических реакций и может быть использован для премедикации в случае ингаляционного наркоза. В последнее время буторфанол все чаще используют для премедикации и вводного наркоза с последующим переходом на ингаляционный наркоз, отдавая ему предпочтение перед бензодиазепинами и α₂-адреномиметиками. Это связано, прежде всего, с хорошим аналгезирующим действием препарата, а кроме того, его низкой стоимостью. Аналгезирующие дозы должны быть меньше – порядка 0,05-0,4 мг/кг. Для достижения седативного эффекта дозы повышают до 1,5-2 мг/кг и вводят препарат за 30 минут до подачи газа. У игуан поверхностную седацию можно наблюдать в дозах от 1,5 мг/кг. О применении опиоидов для аналгезии см. в соответствующем разделе.

Барбитураты обычно имеют долгое и непредсказуемое время индукции и очень долгий восстановительный период, и поэтому в настоящее время редко используются в анастезиологии рептилий. Рептилии часто дают индивидуальные и видоспецифические реакции на препараты этой группы. Механизм выведения барбитуратов из организма рептилий не изучен. Мы избегаем их использования, хотя некоторые авторы рекомендуют барбитураты и для премедикации и для собственно индукционного наркоза (Jackson, Cooper, 1981; McArthur, 1996). Для разных видов рептилий с успехом применяли тиопентал натрия в форме 2% раствора, интрацеламически, в дозах 15-30м/кг, латентный период 25-45 мин., длительность 25-125 мин., остаточное действие 2-7 суток; пентабарбитал натрия в виде 2% раствора, внутривенно, внутримышечно или интрацеломически в дозе 10-30мг/кг, латентный период 40-60 мин., длительность 25-35 мин., остаточное действие 2-7 суток. Использование нембутала в дозе 200 мг/кг – один из признанных способов эвтаназии рептилий.

Метогекситал – барбитурат ультракороткого действия. У млекопитающих прекращение его действия связано с инактивацией в тканях и не зависит от метаболизма в печени или элиминации за пределы ЦНС, что характерно для других барбитуратов и, по-видимому, определяет их пролонгированное действие на рептилий. Его действие на рептилий также оказывается коротким. Хотя для игуан этот препарат не применяли, но его действие было исследовано на 7 других видов ящериц. Дозы 10-20 мг/кг в течение 5 -10 минут вызывали анестезию продолжительностью от 45 минут до 4,5 часов (Wang, Kubie, Halpern, 1977). Возможно, этот препарат можно использовать для индукции или седации при коротких вмешательствах у игуан в дозах 10-20 мг/кг. Препарат можно применять и для очень мелких пациентов подкожно в дозах от 5 до 20 мг/кг. Пациентам с массой тела менее 5 г вводят 0,125% раствор, для рептилий массой от 5 до 100 г – 0,25% раствор и 1% раствор для животных более 100 г. Некоторые виды рептилий, по-видимому, более чувствительны к этому препарату, а при работе с молодыми ящерицами и змеями дозу следует уменьшить.

Нейролептаналгезия в практике с рептилиями не получила распространения, так как в общепринятых дозах ни нейролептики, ни аналгетики, используемые для нейролептаналгезии млекопитающих, не оказывали эффекта на исследованные виды рептилий (Bennett, 1991).

Миорелаксанты применяют для непродолжительного обездвиживания, при недостаточной релаксации в процессе оперативного вмешательства (при контролируемом дыхании) и при операциях на «грудной» полости. Дитилин (сукцинилхолин) – деполяризующий миорелаксант – в основном применяют для кратковременного обездвиживания крупных крокодилов и черепах. Дозы для разных видов рептилий варьируют. Для черепах рекрмендуют дозы 0,5 – 1,5 мг/кг, для крупных ящериц, таких как вараны – 0,75-1 мг/кг, а для крокодилов – 0,5-2 мг/кг (Boyer, 1992; Johnson, 1991). Дитилин используют в основном для американских аллигаторов. Адинамия длится около 20 минут, восстановительный период занимает 45-90 минут.

Недеполяризующие миорелаксанты для иммобилизации предпочтительнее, так как позволяют провести реверсию антихолинэстеразными препаратами. Для этого обычно вводят 0,05 мг/кг прозерина и 0,02 мг/кг атропина внутривенно или внутримышечно. Один из недеполяризующих миорелаксанотов – галламин (галламина триэтиодид) сейчас является препаратом выбора при иммобилизации крупных крокодилов. Для них используют дозы 0,6 – 4 мг/кг внутримышечно. У мисиссипских аллигаторов галламин вызывает токсические реакции уже в дозе от 1 мг/кг и поэтому для них не применяется. Для ящериц необходимость применения миорелаксантов возникает редко. В некоторых странах (например, в Канаде) применение миорелаксантов в академических институтах вообще запрещено.

Инъекционные анестетики.

Диссоциативные анестетики. Кетамина гидрохлорид(Калипсол, Imalgene) успешно применяют при работе со всеми отрядами рептилий. Он особенно полезен как седативное средство и как средство индукционного наркоза. Кетамин вводят внутримышечно, в передние конечности. Кетамин широко применяют в практике с игуанами и другими ящерицами (Bennett, 1996, 1998; Schumacher, 1996). В низких дозах (5-10 мг/кг) он позволяет добиться уровня седации, достаточного для проведения интубации и перехода на эндотрахеальный наркоз. В этом случае обычно не отмечают пролонгированного апноэ. Для большинства ящериц дозы порядка 25-40 мг/кг дают анестезию, достаточную для кратковременных вмешательств. При внутримышечном введении кетамина латентный период занимает, как правило, 5-20 мин., при внутривенном введении – около 30-60 секунд, при этом доза должна быть уменьшена на 25-50%. Адинамия сохраняется в течение 15-45 мин. В редких случаях у рептилий отмечают ригидность мышц и даже тонико-клонические судороги. Эти реакции снимаются низкой дозой диазепама (0,4 мг/кг), однако при этом увеличивается как продолжительность анестезии, так и восстановительный период. Для хирургического наркоза у ящериц требуется повышение доз до 50-80 мг/кг. Как правило, для этого препарата соблюдается правило скейлинга, и дозы для мелких животных должны быть относительно выше. При высоких дозах кетамина восстановительный период даже у клинически здоровых рептилий может занимать до 96 часов, а у ослабленных пациентов – более 6 суток. Сейчас практически везде отказались от мононаркоза кетамином и используют его в дозах до 30 мг/кг при выполнении кратковременных неболезненных вмешательств (вскрытие абсцессов, ампутация мягких тканей, биопсия, гастроскопия). Чаще кетамин в дозах 5-30 мг/кг комбинируют с буторфанолом (0,5-1,5 мг/кг), диазепамом (0,2-0,8 мг/кг) медетомидином (100-300 мкг/кг), мидазоламом (1-2 мг/кг) или ксилазином (0,1-1 мг/кг). В «чистом виде» кетамин в дозах до 30-40 мг/кг вызывает у рептилий седацию, но недостаточный уровень миорелаксации и аналгезии, поэтому для достижения хирургической анестезии требуются дозы до 80-110 мг/кг. В этом случае латентный период занимает 10-30 минут, а восстановление зависит от дозы и обычно занимает от 1 до 4 суток. Мононаркоз кетамином в высоких дозах для достижения хирургической анестезии является очень опасной манипуляцией, так как дозы вплотную приближаются к токсическим. У пациентов со скрытой патологией или способных впадать в торпидное состояние, необратимые нарушения респирации и сердечной деятельности могут наблюдаться даже при дозах 25-30 мг/кг.

У разных видов млекопитающих механизм выведения кетамина может различаться. Предполагается, что у некоторых видов рептилий он также частично метаболизируется печенью, а у других удаляется преимущественно почками. В любом случае, для ослабленных пациентов с нарушенной функцией любого из этих органов кетамин противопоказан. Natch, et al (1983) сообщают, что у кошек кетамин подвержен частичной реверсии 4-аминопиридином и йохимбином. Существует мнение, что дыхательный аналептик доксапрам в дозе 5 мг/кг вызывает у рептилий не только стимуляцию внешнего дыхания, но и частичную реверсию при наркозе диссоциативными анестетиками (Lloyd, 1999). Препарат рекомендуют вводить каждые 10 минут внутривенно или внутримышечно до достижения необходимого эффекта. Frye (1991) рекомендует для скорейшего выхода из наркоза вводить внутривенно изотонический раствор с небольшим количеством фуросемида (1-2 мг/кг), что ускоряет выведение кетамина почками. Для этих целей мы также применяем фуросемид, только вместе с гемодезом, но не проводили контрольных исследований, показывающих, что это достоверно сокращает восстановительный период.

Золетил (комбинация тилетамин/золазепам) действует сходным образом с кетамином, однако в 2-3 раза сильнее, что снижает дозу действующего вещества. В ранних исследованиях золетил применяли в чрезвычайно высоких дозах (88 мг/кг). Черепахи при этом находились в глубоком наркозе в течение 16 часов, а восстановительный период длился более 22 часов (Jackson, Cooper, 1981). Для змей и ящериц токсическая доза составляет, по-видимому, около 50 мг/кг. Чувствительность к этому препарату среди разных видов рептилий широко варьирует. Доза 4-5 мг/кг обычно вызывает легкую седацию, достаточную для интубации и перехода на ингаляционный наркоз. В этом случае латентный период составляет 8-15 минут, а восстановление – порядка 0,5 – 12 часов, в зависимости от вида животного. Для выполнения коротких вмешательств дозу следует повысить в 1,5 – 2 раза. Золетил является препаратом выбора при иммобилизации и кратковременной седации крупных змей. Мы используем дозы 5-7 мг/кг. Латентный период при этом занимает от 20 до 40 минут, длительность анестезии около 40 минут и восстановительный период около 2 часов. Во время индукции у змей часто наблюдается ригидность мышц, но без выраженных судорог. Дозы, рекомендуемые для остальных рептилий, широко варьируют. Для большинства видов змей, ящериц и черепах рекомендуют 5-10 мг/кг внутримышечно (Bennett, 1998). Для водных черепах дозы обычно несколько выше, порядка 14 мг/кг (от 10 до 20 мг/кг) внутримышечно. Препарат не вызывает удовлетворительной аналгезии даже в дозах, превышающих 50 мг/кг (Page, 1993). Для игуан Стив Диверс рекомендует, на наш взгляд, слишком высокую дозу – 30 мг/кг внутримышечно (Bennett, Divers, et al, 1999). Для крокодилов (мелкие особи) рекомендуют 5-10 мг/кг для достижения поверхностного седативного эффекта и 10-40 мг/кг для хирургического наркоза (Lloyd, 1999). Дозы для крупных крокодилов должны быть снижены до 2-5 мг/кг. Для аллигаторов рекомендуемая доза составляет 15 мг/кг. Индукция при этом занимает более 20 минут, длительность восстановительного периода достаточно широко варьирует (Clyde, Cardeilhac, Jacobson, 1994). Для черепах и ящериц, в том числе, для игуан, мы применяли золетил в рекомендуемых дозах 5-10 мг/кг внутримышечно. При этом наблюдался широкий спектр реакций, начиная от почти полного отсутствия эффекта (у красноухих и среднеазиатских черепах) до глубокой седации с утерей рефлекса зрачка и длительным апноэ, имелись и летальные случаи. Поэтому при анестезии ящериц мы сейчас не используем этот препарат и активно применяем его только для змей. В рецептурном справочнике Джеймса Карпентера (Carpenter, Mashima, Rupiper, 2001) указано, что золетил в целом не рекомендуется для анестезии рептилий. На наш взгляд, его использование пока преждевременно и требует больше первичной информации, но в связи со спецификой разрешительной системы в нашей стране, этот препарат будут применять все чаще. Мы рекомендуем использовать золетил только для тех видов, с которыми у врача уже имелся опыт его применения, и не превышать дозу 10 мг/кг, при необходимости потенцируя наркоз буторфанолом, мидазоламом или медетомидином, а еще лучше – переходя на эндотрахеальный наркоз.

Пропофол (деприван, рапиновет) является гипнотическим агентом ультракороткого действия, и поэтому его главное преимущество – отсутствие кумуляции, причем даже у животных с таким медленным метаболизмом, как рептилии. Дозы пропофола можно увеличивать, разделять, и это, как правило, не вызывает проблем. К сожалению, его можно вводить только внутривенно, что не всегда легко сделать мелким пациентам, хотя при паравазарной инъекции не наблюдали воспаления ни у теплокровных, ни у рептилий. Пропофол обычно не вызывает аритмии, однако почти всегда вызывает апноэ, а при более высоких дозах – выраженную брадикардию. Поэтому даже при мононаркозе пропофолом всех пациентов необходимо интубировать. К недостаткам этого препарата можно отнести очень ограниченную стойкость и относительно высокую стоимость. При этом главной проблемой является не утрата эффективности, а возможное заражение микроорганизмами.

Игуанам пропофол рекомендуют вводить внутривенно или внутрикостно в дозе 3-10 мг/кг. При этом в течение 36-72 секунд наступает адинамия, длящаяся 6-18 минут (Bennett, Schumacher, et al, 1998). В таких дозах депрессивное действие на дыхание и сердечно-сосудистую систему не глубоко и обычно проходит в течение 15-30 минут, не требуя каких-либо действий, за исключением интубации и аппаратного (мануального) дыхания. Восстановительный период обычно короткий и занимает не более 30-40 минут, у ослабленных пациентов и при дозах близких к 10 мг/кг – до 1,5 -2 часов. В Европе пропофол применяют для рептилий уже в течение 14 лет и считают одним из препаратов выбора для инъекционного наркоза (Lawton, 1992). Пропофол – одно из немногих средств для наркоза рептилий, дающее хорошую аналгезию (в отличие от млекопитающих) и не требующее дополнительной местной анестезии или комбинации с опиоидами.

Пропофол вводят несколькими медленными болюсами в хвостовую вену или через внутрикостный катетер в течение 2 минут. Чем быстрее вводится препарат, тем быстрее и выраженнее наступает апноэ. Поэтому его предпочтительнее разводить перед инъекцией в 2 частях изотонического раствора. Восстановление после анестезии пропофолом у рептилий занимает больше времени, чем у млекопитающих, и иногда, помимо брадикардии и длительного апноэ, сопряжено со снижением сатурации артериальной крови кислородом. Поэтому, при применении этого препарата желательно проводить мониторинг с помощью пульсоксиметра и при необходимости давать чистый кислород в восстановительный период.

Для черепах пропофол рекомендуют в дозе 2-4 мг/кг для достижения поверхностного седативного эффекта. При этом восстановительный период занимает 20-30 минут при температуре 24-30°С. Умеренные дозы пропофола (5-8 мг/кг) используют при кратковременных неболезненных вмешательствах, при этом восстановительный период занимает 30-60 минут. В более высоких дозах (9-15 мг/кг) пропофол используют для хирургического наркоза, при этом восстановительный период занимает до 3 часов (Divers, 1996). Змеям пропофол вводят внутрисердечно или в хвостовую вену в дозе 5-7 мг/кг, мелким видам – 10 мг/кг, но лучше все равно начинать с более низких доз и вводить препарат очень медленно. При фракционировании доз каждые 3-5 минут, наблюдается менее выраженное действие на ССС, чем при разовой суммарной дозе (Heard, 1999). Ящерицам пропофол вводят в разведении 1:2 в хвостовую вену в дозах 7-10 мг/кг. Для ослабленных пациентов и для хамелеонов лучше использовать более низкие дозы – 3-5 мг/кг. Для крокодилов рекомендуют несколько повышенные дозы, порядка 10-15 мг/кг (Lloyd, 1999). После введения в постзатылочный венозный синус препарат дает хорошую седацию и аналгезию в течение 0,5-1,5 часов. В большинстве случаев низкие дозы пропофола позволяют произвести интубацию и перейти на ингаляционный наркоз. При этом осложнения возникают редко. По нашему впечатлению, пропофол наиболее безопасен по сравнению с другими инъекционными анестетиками при переходе на эндотрахеальный наркоз, однако подавать ингаляционную смесь можно только при наличии у животного глубоких рефлексов, а еще лучше – при сохранении самостоятельного дыхания (не менее 2 вдохов в минуту). Для продления мононаркоза пропофолом свыше 30 минут можно вводить дополнительные болюсы внутривенно по 1-3 мг/кг каждые 5 минут или в постоянном режиме через внутрикостный катетер. Для черепах рекомендуемая скорость – 1 мг/кг/мин., для ящериц – 0,25-0,5 мг/кг/мин. При использовании для индукционного наркоза других инъекционных анестетиков (кетамина, мидазолама и т.п.) расчетную дозу пропофола следует уменьшить вдвое.

Саффан (Альфаксалон/альфадалон-ацетат). Этот стероидный анестетик общего назначения характеризуется непродолжительным действием. У нас не было собственного опыта по использованию саффана для рептилий, однако, судя по литературным данным, этот препарат достаточно популярен в Европе, но ни у нас, ни в США до сих пор не зарегистрирован. Препарат дает хорошую миорелаксацию и седацию при внутривенном введении. Некоторый эффект, хотя и отсроченный, наблюдается при внутримышечном и интрацеломическом введении. Рекомендуемые дозы для большинства рептилий – 6-9 мг/кг внутривенно или 9-15 мг/кг внутримышечно (Lawton, 1992). Латентный период в первом случае составляет около 5 минут, во втором – 35-40 минут. Адинамия длится 15-35 минут, восстановительный период занимает от 1,5 до 4 часов. У красноухих черепах доза 24 мг/кг, введенная интрацеломически, дает хирургический наркоз с хорошей миорелаксацией на срок около часа, однако восстановление при этом может быть длительным (Hackenbroich, et al, 1998).

4.1.4 Ингаляционные анестетики.

Метоксифлуран обладает высокой растворимостью в крови, поэтому характеризуется более длительной индукцией и восстановлением, чем другие фторсодержащие анестетики. Такой наркоз менее управляем. Кроме того, метоксифлуран обладает потенциальной нефро- и гепатотоксичностью, как для пациента, так и для персонала. Поэтому он сейчас почти полностью исключен из практики с мелкими млекопитающими. Однако, у этого препарата есть и некоторые привлекательные стороны. У ящериц он вызывает неплохую аналгезию, сохраняющуюся и в постоперационный период. Кроме того, он имеет низкую точку кипения, и при 20°С достигает в замкнутом объеме концентрации 3%. Это позволяет использовать его в закрытом контейнере или применять метод капельницы. Препарат, таким образом, оказывается незаменимым в полевых условиях, причем не только для рептилий, но и для грызунов. Некоторые наши западные коллеги, в прошлом имевшие богатый опыт по использованию метоксифлурана, до сих пор предпочитают его более современным фторсодержащим анестетикам. Наркоз в контейнере (около 1 мл метоксифлурана на контейнер объемом 4 л) обеспечивает от 10 до 30 минут хорошей анестезии, однако в современной клинике использование этого препарата для ящериц все же не рекомендуется.

Галотан (фторотан) обладает хорошими гипнотическими качествами, но не дает достаточной аналгезии и хуже расслабляет мышцы, чем другие ингаляционные анестетики. Недостатком этого препарата является его явно выраженная угнетающее действие на систему кровообращения, вызывающее падение артериального давления, уменьшение минутного объема сердца и сердечного выброса, расстройства ритма, нарушение кровоснабжения внутренних органов и снижение СКФ. Имеется также выраженное доза-зависимое угнетение дыхания. Помимо этого, галотан имеет относительно высокий показатель метаболизации (около 20% для млекопитающих). Поэтому у рептилий с нарушенной функцией печени может наблюдаться значительное удлинение восстановительного периода. По нашему впечатлению, галотан плохо сочетается с инъекционными анестетиками. После применения низких доз кетамина (20-30 мг/кг) или мидазолама (1-2 мг/кг) некоторые пациенты находились у нас на аппаратном дыхании более 5 часов. При использовании прецизионного испарителя (дозирующего парообразный анестетик вне зависимости от температуры воздуха, потока газа и состава смеси), галотан во вводной фазе наркоза подают в концентрации 3-5 об% в кислороде, а для поддержания наркоза – 1,5-2,5 об%. В норме индукция составляет 20-30 минут, а восстановление происходит в течение 10-30 минут после прекращения подачи анестетика (Bennett, 1996; Schumacher, 1996). Ящерицы более чувствительны к этому препарату по сравнению с другими рептилиями.

Энфлуран. Показатель метаболизации энфлурана значительно ниже, чем у галотана, порядка 2-5% у млекопитающих. В остальном его действие и вызываемые им побочные эффекты близки к галотану. Однако, давление пара энфлурана отличается от давления пара галотана и изофлурана, поэтому его можно использовать только в специальном испарителе. Такой испаритель не предусмотрен в большинстве современных моделей наркозных аппаратов, что, разумеется, ограничивает применение энфлурана. В общем случае для индукции рекомендуют 3-5 об%-ную смесь этого препарата с кислородом, а для поддержания наркоза – 1,5-2 об%. Наш опыт по применению энфлурана ограничивается несколькими экспериментальными вмешательствами, специально выполненными под таким наркозом. По нашему впечатлению, он не имеет особенных преимуществ по сравнению с галотаном.

Изофлуран является главным препаратом выбора в анестезиологии рептилий. Он характеризуется низкой растворимостью в крови и имеет самый низкий показатель метаболизации, что делает наркоз изофлураном наиболее управляемым и безопасным даже для пациентов с нарушенной функцией печени. У рептилий он вызывает хорошую миорелаксацию и аналгезию. В зависимости от дозы, изофлуран оказывает угнетающее действие на дыхание и ССС, хотя и менее выраженное, чем при наркозе галотаном или энфлураном. Его отрицательное миотропное действие у млекопитающих также менее выражено, но у рептилий достаточно часто проявляется в индукционный период, особенно при анестезии змей. Изофлуран является также сильным сосудорасширяющим средством и приводит к снижению периферического сопротивления сосудов и падению артериального давления. Для пациентов с гиповолемией это может представлять опасность. Изофлуран имеет несколько более высокое значение МАК, чем галотан, что указывает на его более низкую эффективность. На практике это означает, что при наркозе изофлураном требуется более высокая концентрация анестетика, чем при использовании галотана. Поскольку оба эти препарата имеют довольно близкое значение давления пара, для них, в принципе, можно использовать один и тот же испаритель. В общем случае, для вводного наркоза изофлуран подают в концентрации 4-5 об%, снижая ее при поддержании наркоза до 1-3 об%. Индукция при этом занимает 6-15 минут и характеризуется короткой (1-2 минуты) фазой возбуждения. Восстановление занимает от 30 до 60 минут.

Для ослабленных пациентов предпочтительнее проводить мононаркоз изофлураном, без применения дополнительных седативных средств. В этом случае вводный наркоз осуществляют с помощью маски или помещают животное в контейнер, куда подают ингаляционную смесь. Учитывая, что раздражающее действие изофлурана вызывает у рептилий произвольное апноэ, особенно длительное у ныряющих видов, для индукции используют более низкую концентрацию анестетика, порядка 3-4 об%. В этом случае седативный эффект, достаточный для введения интубационной трубки, наступает через 5-20 мин. У змей, которых интубировать легче, чем других рептилий, вводный эндотрахеальный наркоз изофлураном характеризуется более длительным латентным периодом (иногда до 40 минут) и более выраженной фазой возбуждения. Для премедикации перед эндотрахеальной подачей газа мы предпочитаем использовать буторфанол или пропофол. Индукция кетамином, золетилом или мидазоламом оказывает более выраженное действие на дыхание и ССС.

Севофлуран. С момента получения севофлурана прошло уже более 15 лет, однако этот препарат стали применять в США и Европе лишь в последние годы, как для мелких млекопитающих, так и для рептилий. Севофлуран, также как и другой относительно новый ингаляционный анестетик – десфлуран, имеет самый низкий коэффициент растворимости в крови. Это делает наркоз севофлураном еще более быстрым и управляемым даже по сравнению с изофлураном. Однако, этот препарат имеет более высокий коэффициент метаболизации (3-5%), чем изофлуран, хотя его метаболиты не оказывают, по-видимому, на рептилий токсического воздействия. Для индукции концентрация севофлурана должна быть несколько более высокой – 4-8 об% и поддерживающая концентрация порядка 3-4 об%. При концентрации более 7% у рептилий наблюдается повышение Рсо₂ и снижение Sp0₂ в течение первых 5 минут анестезии (Hernandez-Divers, Schumacher, et al, 2003). При анестезии игуан севофлураном длительность индукции составляла 6±3 минуты, а восстановление - 7±4 минуты, что более чем в 2 раза быстрее, чем при наркозе изофлураном. В другой работе (Sanz-Villar, Cruz, 2004) оценивался эффект индукции кетамин-медетомидином или пропофолом с последующим переходом на эндотрахеальный наркоз севофлураном у красноухих черепах. Кетамин (50 мг/кг) и медетомидин (150 мкг/кг) вводили внутримышечно, а пропофол (8 мг/кг) – внутривенно, после чего сразу подавали ингаляционную смесь, начиная с концентрации 1 об% севофлурана в чистом кислороде и доводя ее до 3,5 об%. Оба анестезиологических протокола давали хирургический уровень анестезии с сохранением корнеального рефлекса. У животных, получавших севофлуран в концентрации 3,5 об% отмечали снижение ЧСС и Et CO₂. Латентный период и фаза пробуждения были несколько более быстрыми у животных, получивших индукцию пропофолом. Несмотря на некоторые привлекательные стороны севофлурана, он, тем не менее, все равно не является абсолютно «идеальным» анестетиком. Его преимущество перед изофлураном имеет, на наш взгляд, не качественное, а количественное значение, при этом разница в цене между этими препаратами отличается почти в 4 раза.

4.1.5. Эндотрахеальный наркоз

Если для индукции можно использовать подачу ингаляционного анестетика с помощью маски или контейнера, то для проведения оперативных вмешательств длительностью более 15 минут требуется эндотрахеальная подача ингаляционной смеси. Лишь в редких случаях, для очень мелких пациентов, находящихся в критическом состоянии, мы проводим короткие вмешательства, анестезируя животное исключительно в контейнере, затем подавая наркоз через маску только в случае появления мышечной активности. В качестве масок можно использовать тубы инъекционных шприцов или горлышки пластиковых бутылок нужного диаметра, закрытые резиновой мембраной со сделанным в ней Т-образным разрезом. Эндотрахеальный наркоз имеет явное преимущество перед инъекционным. После интубации с использованием прецизионного испарителя, при управляемом дыхании и подаче кислорода можно полностью контролировать глубину наркоза. Восстановление при этом происходит мягко и быстро, как только прекращается подача анестезирующего газа. У рептилий после проведения интубации наркоз можно подавать вручную или с помощью наркозного аппарата. Интубационная трубка должна иметь максимально возможный внутренний диаметр, особенно у мелких пациентов, у которых в дыхательных путях и так возникает слишком сильное сопротивление дыханию. Длина трубки должна позволять при необходимости провести ее до бифуркации трахеи (у черепах трахея в норме является очень короткой, а у змей – длинной), и при этом трубка должна как можно меньше выступать из пасти животного, поскольку в противном случае увеличивается естественное мертвое пространство дыхательной системы и возникает опасность повторного вдыхания углекислого газа.

При ручном способе подачи анестетика используют мешок Амбу. Дыхательный контур размыкается перед гофрированной трубкой и в него вносится салфетка, пропитанная анестетиком. Смесь анестетика с комнатным воздухом должна подаваться с учетом минутного дыхательного объема (порядка 30-80 мл/кг/мин для большинства рептилий) под давлением 8-12 см водного столба. Так как эти параметры при ручном режиме вентиляции невозможно контролировать, они для каждого пациента подбираются опытным путем. В процессе вдоха нужно добиваться расправления грудной клетки до слабого сопротивления и незначительного вздутия легочных мешков ниже реберной дуги. Змеи не имеют грудины, поэтому при вдохе нужно контролировать, чтобы стенка их тела расправлялась приблизительно до середины длины. Здесь кончается сосудистый отдел легкого и начинается легочный мешок. Так как легкие рептилий не имеют собственной плевры, у многих – внутренних бронхов и диафрагмы, то пневмоторакс происходит даже при незначительном превышении давления. Для таких пациентов более подходят дыхательные мешки, имеющие редукционные клапаны и позволяющие ограничивать давление в процессе ИВЛ. После исчезновения основных рефлексов, за исключением корнеального (у ящериц, черепах и крокодилов) или кончика хвоста (у змей), пациента отключают от аппарата (не экстубируя) на срок около 15 минут. Если за этот период отмечается возвращение двигательной активности, смесь вновь подают до наступления полной адинамии. Если, наоборот, в течение 15 минут у пациента не отмечают самостоятельного дыхания, то проводят ИВЛ с помощью мешка Амбу (после извлечения салфетки с анестетиком из дыхательного контура) комнатным воздухом или кислородом, подключив кислородный баллон к канюле редукционного клапана прибора. Поток кислорода при этом должен примерно соответствовать величине дыхательного объема ящерицы. Дыхание продолжают до появления слабой мышечной активности или возвращения глубоких рефлексов. Напомним, что рептилии способны выдерживать длительное (до 4 и более часов) апноэ за счет механизмов анаэробного окисления и спонтанного сокращения гладкой мускулатуры легких, изменяющего их объем без активного внешнего дыхания. Метод ручной подачи ингаляционной смеси очень удобен, так как не требует использования дорогостоящего оборудования. Для рептилий, в отличие от теплокровных животных, он относительно безопасен, и для этого имеется некоторое обоснование. Восстановление рептилий после ингаляционного наркоза обычно занимает значительно больше времени, чем у млекопитающих. Помимо медленного метаболизма, здесь играют роль и особенности физиологии их дыхания. У рептилий стимуляция внешнего дыхания в отличие от млекопитающих, происходит в основном не с возрастанием парциального давления углекислоты (к чему рептилии, особенно ныряющие виды, значительно более толерантны), а с уменьшением парциального давления кислорода в артериальной крови. В связи с этим, дыхание чистым кислородом в восстановительный период, способствующее повышению Р 0₂, должно замедлять стадию пробуждения. Идея о том, что анестеризированные игуаны будут быстрее восстанавливаться при дыхании комнатным воздухом, чем чистым кислородом, была экспериментально подтверждена в работе Diethelm, Mader (1999). Авторы выявили статистически достоверные различия во времени восстановления между двумя экспериментальными группами ящериц. Все они были анестезированы изофлураном (3 об% в кислороде), однако после отключения подачи анестетика одним проводили ИВЛ 100% кислородом, а другим – комнатным воздухом. Во второй группе ящерицы просыпались быстрее. Удлинение восстановительного периода коррелировало также с высоким гематокритным числом (PCV) и низким уровнем сухого осадка (TS). На основании полученных данных авторы построили уравнение регрессии, позволяющее прогнозировать время пробуждения игуан в зависимости от ИВЛ кислородом или комнатным воздухом, а также величиной PCV, TS и массы тела:

Т восстановления (мин)=25,1-15,5Х + 2,1 PCV (%)- 12,5 TS (%) + 12,7 m (кг),

где Х=1 при дыхании комнатным воздухом или Х=2 при дыхании 100% кислородом.

Таким образом, в нормальной ситуации в восстановительный период показано дыхание комнатным воздухом. Дыхание чистым кислородом показано в случае угрожающей жизни гипоксии (падение сатурации артериальной крови кислородом ниже 60%), то есть при пролонгированном апноэ или возникновении дыхательной или сердечно-сосудистой недостаточности.

При анестезии ручным методом мы вначале подаем смесь со скоростью 8-10 вдохов в минуту. Во время наркоза подачу смеси или полностью прекращают (при исчезновении корнеального рефлекса) или продолжают со скоростью 2 вдоха в минуту. В восстановительный период ИВЛ комнатным воздухом проводят со скоростью 2-4 вдоха в минуту. Гипервентиляция, по нашему впечатлению, приводит к более позднему восстановлению самостоятельного дыхания. Экстубировать рептилию можно при возвращении спонтанного дыхания (не менее 2 вдохов в минуту) и рефлекса репозиции. Змей можно экстубировать после возвращения лингвального рефлекса.

Ингаляционная анестезия с помощью наркозных аппаратов. Ручная техника может давать значительные вариации в ЧДД, дыхательном объеме, газообмене и, в конечном счете, нарушать глубину анестезии. Применение механической вентиляции (аппаратного дыхания) устраняет эти недостатки и улучшает стабильность, безопасность и контроль анестезии. Для работы с ящерицами подходит большинство моделей анестезионных машин и испарителей. Необходим испаритель незамкнутого контура, позволяющий точно дозировать концентрацию изофлурана (галотана). Так как ящерицы – достаточно мелкие животные, удобно применять системы с полуоткрытым или полузакрытым контуром, не имеющие клапанов и с минимальным мертвым пространством, то есть, дающие незначительное сопротивление дыханию. Для этого подходят Т-образные контуры Айера или контур Байена. В качестве эндотрахеальных катетеров применяют детские безманжетные трубки Мажелла или Коля (наименьший диаметр 2 мм), детские пупочные катетеры, гибкие катетеры для центральных вен, мочеточниковые катетеры и катетеры для периферических вен. Чаще применяют Small Animal Ventilator для рептилий массой от 50 г до 25 кг. Прибор работает как обычный аппарат с открытым Т-образным контуром, пока не включается система перемежающегося положительного давления. При включении система работает как ИВЛ с переключением по давлению. При активации системы отток в контуре закрывается, и ингаляционная смесь вместе с кислородом подается в интубационную трубку. Подача газа проводится, пока давление в легких не достигнет максимального давления на вдохе (MIP). Оно может варьировать от 1 до 40 см водного столба, хотя для большинства рептилий достаточно 4-10 см. Минутный объем 30-80 мл/кг/мин приемлем для большинства змей и ящериц. К примеру, наблюдения за вараном, находящимся в спокойном состоянии (V.exanthematicus) показали, что он совершает 2 вдоха в минуту при дыхательном объеме 35 мл. Т.е. минутный объем составляет 44 мл/кг/мин. У водных рептилий минутный объем может быть больше. Скорость подачи кислорода у рептилий с массой меньше 5 кг обычно регулируется на уровне 300-500 мл/кг/мин, у более крупных рептилий лучше использовать циркуляционную систему подачи ингаляционной смеси с расходом кислорода 2-4 л/мин.

После этого включается клапан оттока, и свежая смесь вместе с выдыхаемым воздухом остается в контуре под выбранным давлением. ЧДД можно регулировать в пределах от 1 до 60 вдохов в минуту, изменяя время выдоха от 1 до 45 секунд. При этом важно помнить, что уровень наполнения легких (время вдоха) зависит от уровня подачи ингаляционной смеси и от того, как быстро будет установлен MIP. Как и во всех ИВЛ с переключением по давлению, и другие факторы влияют на то, как быстро установится MIP: внешнее давление на легкие, изменение объема и устойчивость легких при колебаниях давления, и особенности дыхательной системы пациента. В связи с этим возможно даже при достижении MIP не достигнуть необходимого минутного объема, поэтому вентилятор нужно отключать не ранее, чем будет подобран адекватный дыхательный объем. Важно синхронизировать активность прибора с дыхательными движениями животного.

Процедура подключения ИВЛ заключается в следующем: 1) рептилию интубируют и подсоединяют к прибору с отключенной функцией переменного давления. Это позволяет пациенту вдыхать смесь при сохранении самостоятельного дыхания и разомкнутого тройника дыхательного контура. 2) Максимальный дыхательный объем вначале подключается ниже нормы (2-3 см Н₂О), чтобы избежать переполнения легких при включении подачи под давлением. 3) Время выдоха устанавливается на 2-3 секунды, чтобы способствовать быстрому подбору режима вентиляции в течение нескольких первых циклов. 4) Затем включается режим подачи с перемежающимся положительным давлением и контролируется частота и глубина вдохов. MIP и уровень подачи газа подбираются в соответствии с нормальными дыхательными движениями брюшной стенки. Более высокий MIP приведет к сильному раздуванию легких, а высокая скорость подачи газа приведет к более быстрому вдоху (укорочению времени инспирации). 5) По достижению необходимого режима время выдоха устанавливается на 10-30 секунд, давая Ч.Д.Д. 2-6 вдохов в минуту. В конце процедуры отключается подача анестетика, сокращается MIP, повышается время выдоха, чтобы гиповентиляция вызвала повышение PCO₂ и стимулировала возвращение к самостоятельному дыханию. ИВЛ удобен, так как не требует при переходе пациента от самостоятельного дыхания к управляемому никаких манипуляций кроме включения и отключения тройника Айера в контуре.